{"paper_id":"a6e3e1d0-7520-4c0d-a806-07c3251cc8f4","body_text":"GUILHERME BARRETO CAMPOS \n \nAVALIAÇÃO DA PARTICIPAÇÃO DOS MOLLICUTES E OUTROS \nMICRORGANISMOS DE INTERESSE GENITAL NA \nENDOMETRIOSE HUMANA \n \n \n \n \n \nTese apresentada ao  Programa de \nPós-graduação em Microbiologia do  \nInstituto de Ciências Biomédicas da \nUniversidade de São Paulo, para \nobtenção do Título de Doutor em \nCiências. \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \nSão Paulo \n2016 \n\n \n \nGUILHERME BARRETO CAMPOS \n \n \n \n \n \nAVALIAÇÃO DA PARTICIPAÇÃO DOS MOLLICUTES E OUTROS \nMICRORGANISMOS DE INTERESSE GENITAL NA \nENDOMETRIOSE HUMANA \n \n \n \nTese apresentada ao Programa de \nPós-graduação em Microbiologia do \nInstituto de Ciências Biomédicas da \nUniversidade de São Paulo, para \nobtenção do Título de Doutor em \nCiências. \n \n \nÁrea de Concentração: Microbiologia \n \nOrientador: \nProf. Dr. Jorge Timenetsky \n \nCoorientador: \nProf. Dr. Maurício Simões Abrão \n                                 \n                             \nVersão corrigida. A versão original \neletrônica, encontra -se disponível no \nICB e na Biblioteca Digital  de \nDissertações e Teses da USP \n \n \n \n \n \n \n \n \nSão Paulo \n2016 \n\n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \nDADOS DE CATALOGAÇÃO NA PUBLICAÇÃO (CIP) Serviço de \nBiblioteca e Informação Biomédica do  \nInstituto de Ciências Biomédicas da Universidade de São Paulo \n \nreprodução não autorizada pelo autor \n \nCampos, Guilherme Barreto.  \nAvaliação da participação dos Mollicutes e outros microrganismo \nde interesse genital na endometriose humana / Guilherme Barreto \nCampos. -- São Paulo, 2016. \n \nOrientador: Prof. Dr. Jorge Timenetsky. \n \nTese (Doutorado) – Universidade de São Paulo. Instituto de \nCiências Biomédicas. Departamento de Microbiologia. Área de \nconcentração: Microbiologia. Linha de pesquisa: Micoplasmas \ngenitais. \n \nVersão do título para o inglês: Participation of Mollicutes and \ngenital interest microrganisms on human endometriosis \n \n1. Mollicutes 2. Mycoplasma hominis 3. M. genitalium 4. \nMicoplasmas genitais 5. Infecção sexualmente transmissível 6. \nEndometriose I. Timenetsky, Prof. Dr. Jorge II. Universidade de São \nPaulo. Instituto de Ciências Biomédicas. Programa de Pós-\nGraduação em Microbiologia III. Título. \n \nICB/SBIB0118/2016 \n\n \n \nUNIVERSIDADE DE SÃO PAULO  \nINSTITUTO DE CIÊNCIAS BIOMÉDICAS \n \n__________________________________________________________________________________________________________ \n \n \n \nCandidato(a): Guilherme Barreto Campos. \n \n \n \nTítulo da Tese: Avaliação da participação dos Mollicutes e outros microrganismos \nde interesse genital na endometriose humana. \n \n \n \n \n \n \nOrientador(a):                     Prof. Dr. Jorge Timenetsky. \n \n \nA Comissão Julgadora dos trabalhos de Defesa da Tese de Doutorado, em sessão \n \npública realizada a ................./................./................., considerou \n \n( ) Aprovado(a) ( ) Reprovado(a) \n \n \n \n \nExaminador(a): Assinatura: ...........................................................................................  \nNome: ..................................................................................................  \nInstituição: ........................................................................................... \n \nExaminador(a):        Assinatura: ..........................................................................................  \nNome: ..................................................................................................  \nInstituição: ........................................................................................... \n \nExaminador(a):        Assinatura: .......................................................................................... \nNome: .................................................................................................. \nInstituição: ........................................................................................... \n \nExaminador(a):        Assinatura: ..........................................................................................  \nNome: ..................................................................................................  \nInstituição: ........................................................................................... \n \nPresidente:              Assinatura: ...........................................................................................  \nNome: ..................................................................................................  \nInstituição: ........................................................................................... \n \n \n\n \n \n \n  \n\n\n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \nDedicatória \n \nAos meus pais , Eliane e Geraldo, por lutarem \ncom todo amor e devoção, de forma \nincansável, para que este sonho se realizasse. \n \nAos meus irmãos Francisco e Leonardo por \nacompanharem de forma afetuosa e singular \nos passos desta caminhada. \n \nA tod@s que emanaram o mais puro amor e \nenergia positiva. \n \n  \n\n \n \nAGRADECIMENTO ESPECIAL \n \nÀ Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) pelo \napoio financeiro, vinculado ao processo nº 2014/12009-5, sem o qual este \nestudo não seria realizado. \n\n \n \n AGRADECIMENTOS \n \nA todos os cidadãos brasileiros, representados pelas agências de fomento \nFAPESP e CAPES, por me darem a oportunidade de me formar em uma \nuniversidade pública. Espero devolver à sociedade ótimos frutos deste longo \ninvestimento. \n \nA todas as mulheres que participaram deste estudo, por compartilharem suas \nhistórias de vida e por doarem material clínico para análise. Sem a participação \nde cada uma delas este trabalho não se ria possível. Muito obrigado por \ncontribuírem com este passo importante em minha vida e com a ciência \nbrasileira.  \n \nAos meus pais, Geraldo e Eliane, aos meus irmãos, Francisco e Leonardo, às \nminhas cunhadas Thaís e Otília e ao meu sobrinho Luís, por serem a \nrepresentação do amor incondicional, essencial para que este trabalho fosse \nconcluído.  \n \nAo meu orientador, Prof. Dr. Jorge Timenetsky, por me ensinar no dia a dia a \nadmirar a pesquisa de forma pura e apaixonada e por me guiar nos passos mais \nmarcantes d a minha carreira acadêmica. Não esquecerei jamais das \noportunidades e da convivência.  \n \nAo meu co-orientador, Prof. Dr. Lucas Miranda Marques, por me inspirar a cada \nexemplo de vitória bravamente conquistada, por acreditar em mim a todo tempo \ne por me mostrar que posso ir além. Toda palavra seria pouca para demonstrar \na minha gratidão.   \n \nAo meu co-orientador, Prof. Dr. Maurício S. Abrão, por ser exemplo de devoção \nao cuidado com o ser humano, seja este paciente ou colega de trabalho; por \nacreditar que eu s eria capaz de transformar uma ideia em algo concreto e por \nme proporcionar experiências pessoais e profissionais únicas. \n \nA Aricelma França por ser: admirável, ética, competente, amiga, mãe, sorriso, \nombro, exemplo de vida, singular e escorpião. Obrigado pelos 5 anos de atenção \ne cuidado! Amo-te, pequena!  \n \nÀ Família do Laboratório de Micoplasma da USP, oficiais ou não (Aline, Lucas, \nVerena, Ana Márcia, Maysa, Camila, Regis, Jorge, Izadora, Cristina, Aricelma, \nDriely, Patrícia e Natália), pela troca de conh ecimento em cada reunião, pela \najuda em cada experimento, pela terapia em grupo nos cafés da tarde e por cada \nsorriso compartilhado nas fotos dos aniversários. Em especial, a Camila, Maysa \ne Izadora por serem parcerias fundamentais na lida da bancada e do PC. \n \nA toda equipe profissional de saúde do Setor de Endometriose da Clínica \nGinecológica do Hospital das Clínicas da Facu ldade de Medicina da \nUniversidade de São Paulo (HCFMUSP) e d o Hospital Sírio -Libanês (São \nPaulo). Aos médicos: Maurício Abrão, Lídia M yung, Igor  Padovesi, Rogério \nGomes, Luís Flávio, Guilherme, Antônio Bassi, Sérgio Podgaec, Tatiana \n\n \n \nLourenção, Fernanda Okita, Tatiana Yamashiro, Cláudio, Luiza, Luciano Gibran, \nDaniel Caraça e Giuliano Borrelli. A todas instrumentadoras, em especial a Vivian \nCurcio e Karina. A todos da equipe de enfermagem durante as cirurgias. A todos \nos demais pesquisadores do grupo da endometriose, em especial a Marta  \nPrivato, Maria Lucia e Marici Rached. Todos foram atenciosos e essenciais para \nque a coleta das amostras ocorresse da melhor forma possível. O coordenado e \norganizado trabalho em equipe fez com que este estudo fosse possível e a \ncaminhada menos árdua. Minha eterna gratidão a tod@s! \n \nAo Prof. Dr. Benedito Corrêa por abrir as portas do Laboratório de Micotoxin as \npara que os experimentos de expressão gênica fossem realizados. A todos os \nalunos e funcionários do mesmo laboratório pela atenção, paciência e cuidado \ncomigo durante o período dos experimentos.  \n \nAo Prof. Dr. Niels Olsen por abrir as portas do Laboratório de Imunobiologia de \nTransplante para a realização dos experimentos de dosagem de citocinas \n(Bioplex). Em especial, à Dra. Meire Hiyane pela atenção, paciência e \nprofissionalismo ao me assistir nos experimentos. \n  \nAo Prof. Dr. Antônio Carlos Braga Jr. do IMS/CAT UFBA por toda ajuda e apoio \nnas análises estatísticas ao longo deste trabalho.  \n \nAo colega de pós -graduação Alexy Orozco pela atenção, disposição e \nprestatividade nos experimentos de dosagem de proteínas. Obrigado por \ndemonstrar em gestos que, para a ciência, não há fronteira de línguas, existe um \ncoração latino! \n \nA todos os docentes da USP que, direta ou indiretamente, contribuíram para a \nminha formação acadêmica. \n \nAos funcionários da sala de esterilização do ICB II, pela enorme prestatividade. \n  \nÀs funcionárias Isabel, Naíde, Gisele e Caciara das secretarias do Departamento \nde Microbiologia pela atenção e paciência ao longo destes anos.  \n \nÀ família do Laboratório de Microbiologia do IMS/CAT UFBA pelo apoio de \nsempre. Em especial, ao Prof. Dr. Luc as por abrir as portas do laboratório para \na realização dos experimentos e ao aluno Lucas Coelho pela imensurável ajuda \nnos experimentos de PCR.  \n \nAos amigos de longa data (Lucas, Danilo, Simone, Daniel, Aline, Braga, Verena, \nRaquel e Tiago Oliveira) por serem tão marcantes na minha caminhada até aqui. \nA distância jamais apagará os laços fraternos que nos unem. \n \nAos amigos do “Grupo Show” pelos 15 anos de lealdade e carinho. Que os laços \nde estima e afeto se reforcem a cada ano!  \n \nÀ Família Marques, minha f amília paulistana, por me adotarem da forma mais \nbonita, por torcerem por mim e por vibrarem comigo ao longo desses anos. Muito \nobrigado por tudo! \n\n \n \n \nAos demais amigos e familiares não citados e que ao longo da minha vida ou \ndos últimos anos me desejaram toda força e sucesso. Muito obrigado! \n \nA Deus e a todos os espíritos de luz que iluminam a minha caminhada. \n \nA todos, aqui não mencionados, que de alguma forma viabilizaram o \ndesenvolvimento deste trabalho.  \n  \n\n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n  \n       Nostalgia - Vivendo do ócio \nhttp://miud.in/1HKL  \n\n \n \nRESUMO \n \nCampos, G. B.  Avaliação da participação dos Mollicutes e outros \nmicrorganismos de interesse genital na endometriose humana. 2016. 172 f. \nTese (Doutorado em Microbiologia) – Instituto de Ciências Biomédicas, \nUniversidade de São Paulo, São Paulo, 2016.  \n \nA endometriose (EDT) é uma doença sem etiopatogênese definida caracterizada \npela presença de endométrio fora do útero. A teoria da menstruação retrógrada \njustifica a maior parte das ocorrências da enfermidade. Baseado nesta teoria, o \npresente estudo avaliou a presença de  Mollicutes (Mycoplasma genitalium, M. \nhominis, Ureaplasma urealyticum e U. parvum), Papilomavírus humano (HPV) e \nNeisseria gonorrhoeae. As amostras analisadas foram: swab endocervical, fluido \nperitoneal e biópsia de lesão de endometriose de  mulheres com endometriose \n(grupo caso ou EDT) e de biópsia de peritônio pélvico sadio de mulheres sem \nendometriose (grupo controle) . Além disso, avaliou -se a associação entre a \ndetecção dos  agentes infecciosos  mencionados com o perfil clínico da  \nendometriose, com os níveis de citocinas produzidos e o perfil da expressão de \ngenes da resposta inflamatória. Nas amostras de swab endocervical, a \nprevalência de M. hominis (Mh), M. genitalium (Mg), U. urealyticum (Uu) e HPV \nfoi maior no grupo caso (43,7 %, 14,1%, 8,5% e 5,9% respectivamente) que no \ngrupo controle (40,7%, 11,1%, 3,7%, 3,7% respectivamente). Nas amostras de \nfluido peritoneal a prevalência também foi maior no grupo caso (Mh: 27,8%; Mg: \n40,7%; Uu: 3,7% e HPV: 9,6%) do que o grupo controle (Mh: 16,7%; Mg: 20,8%; \nUu: 0% e HPV: 0%). Nas amostras de tecido de biópsia, as prevalências dos \nmicrorganismos foram maiores no grupo caso para M. hominis  (5,9%) e M. \ngenitalium (13,2%) do que no grupo controle (Mh: zero e Mg: 6,7%). U. parvum, \nquando detectado no swab endocervical, foi associado com a maior severidade \ndo sintoma dispareunia (Nota de dor  ≥ 7) (p = 0,019).  A detecção de  M. \ngenitalium no fluido peritoneal foi associada à maior produção de IFN -γ e IL-1β \n(p < 0,05). A produção de IL -6 no fluido peritoneal foi maior nos grupos caso \ninfectado ou não por Mg (p< 0,05). A dosagem de TNF-α esteve aumentada no \ntecido de biópsia do grupo EDT + Mg comparado ao grupo EDT (p < 0,05). No \ntecido de biópsia de mulheres do g rupo caso houve upregulation de genes da \nativação da resposta inflamatória, ativação de macrófagos, sistema \ncomplemento e apresentação de antígeno. Comparados grupo caso e controle \nsem infecção, houve downregulation de genes da resposta inflamatória, \napresentação de antígenos e fator de ativação de macrófagos nas células do \nfluido peritoneal. O perfil de downregulation de genes da inflamação foi \nacentuado na presença de M. genitalium. Perfil de upregulation dos genes foi \nobservado na presença de M. hominis. A presença de micoplasmas, em especial \nM. genitalium,  no fluido peritoneal , pode desempenhar um papel chave na \nmanutenção desse processo de imunotolerância,  principalmente pelo \nagravamento desse perfil. No entanto, estudos mais amplos são necessários \npara compreender a imunotolerância ou não às infecções bacterianas. \n \nPalavras-chave: Mollicutes. M. genitalium. M. hominis. Endometriose. Infecção \nSexualmente Transmissível.  \n\n \n \nABSTRACT \n \nCampos, G. B.  Participation of Mollicutes and genital interest \nmicrorganisms on human endometriosis. 2016. 172 p. PhD thesis \n(Microbiology) – Instituto de Ciências Biomédicas, Universidade de São Paulo, \nSão Paulo, 2016.  \n \nEndometriosis is a disease without defined etiopathogenesis characterized by the \npresence of  the endometrium outside of uterus. The retrograde menstruation \ntheory justify better nowadays the most of the diagnosed cases. Based on this \ntheory, this study aimed to detect Mollicutes (Mycoplasma genitalium, M. hominis, \nU. urealyticum  e U. parvum ), H uman Papillomavirus (HP V) and Neisseria \ngonorrhoeae. The analyzed clinical samples were; endocervical swab, peritoneal \nfluid and bi opsied lesions of endometriosis of women with endometriosis (case \ngroup) and healthy peritoneal tissues (control group) . We evaluate the \nassociation between the infectious agents detected, the clinical profile of \nendometriosis, the cytokine secretion profile and the expression of immune \nresponse related genes. In swab samples, the prevalence of M. hominis (Mh), M. \ngenitalium (Mg), U. urealyticum (Uu) and HPV it was higher in the case group \n(43.7%, 14.1%, 8.5% and 5.9% respectively) than the control group (40.7%, \n11.1%, 3.7%, 3.7% respectively). In the peritoneal fluid samples, the prevalence \nof the infectious  agents detected it were  higher in the case group (Mh: 27. 8%; \nMg: 40.7%; Uu: 3 .7% and HPV: 9. 6%) than the control group (Mh: 16.7%; Mg: \n20.8%; Uu: 0% e HPV: 0%)  as well . In the biopsied tissue samples, the \nprevalence were higher in the case group for M. hominis (5.9%) and M. genitalium \n(13.2%), compared to the control group (Mh: 0% e Mg: 6.7%). U. parvum when \ndetected in swab sampl es it was associated to the  severity of the symptom \ndyspareunia (EAD ≥ 7) (p = 0.019). M. genitalium when detected in the peritoneal \nfluid was associated to the higher production of IFN -γ e IL -1β (p < 0.05).  \nIncreased IL -6 levels in peritoneal fluid  occurred in the case and case + Mg \ngroups (p < 0.05).  TNF-α was more produced in  the case group + Mg biopsied \ntissue when compared to the case group without infection (p < 0.05). In the group \ncase, biopsied tissue genes of inflammatory response activation, macrophages \nactivation, complement system and antigen present ation were upregulated. \nComparing case and control groups without infe ction, genes associated to the \ninflammatory response, antigen presentation and macrophages activation factor \nwere in downregulation in peritoneal fluid cells. Downregulation of inflammation \ngenes was higher in presence of M. genitalium. Upregulation of the same genes \noccurred in the presence of M. hominis . The presence of mycoplasmas, \nparticularly M. genitalium in intraperitoneal fluid, can play a key role to maintain \nan immune tolerance, mainly by the worsening of this profile. However , wider \nstudies are ne cessary to understand better this immune tolerance to infectious \nagents. \n \nKeywords: Mollicutes. M. genitalium. M. hominis. Endometriosis. Sexually \nTransmitted Infection. \n\n \n \nLISTA DE FIGURAS \n \nFigura 1 – Célula de M. genitalium (G-37), não fixada e negativamente corada (x 750 000) .......33 \nFigura 2 – Dependente ciclo de vida do Papilomavírus humano................................................41 \nFigura 3 – Padrões histológicos da endometriose......................................................................46 \nFigura 4 – Estadiamento da endometriose proposto pela American Society for Reproductive \nMedicine - ASRM (1996) .............................................................................................................57 \nFigura 5 – Proporção de detecção de Mollicutes em amostras de swab endocervical, fluido \nperitoneal e tecido de biópsia obtidas de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose \n(controle), São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1................................................................................76 \nFigura 6 – Proporção de detecção de micoplasmas e outros microrganismos de interesse genital \nentre as mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle) em amostras de \nswab endocervical, fluido peritoneal e tecido de biópsia obtidas de mulheres com e sem \nendometriose, São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1.........................................................................77 \nFigura 7 – Quantificação absoluta por qPCR do número de cópias de espécies de micoplasmas \n(Cópias/mL) em amostras de swab endocervical mulheres com endometriose (caso) e sem \nendometriose (controle), São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1.........................................................79 \nFigura 8 – Quantificação absoluta por qPCR do número de cópias de espécies de Mollicutes em \namostras de fluido peritoneal de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose \n(controle), São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1..............................................................................80 \nFigura 9 – Quantificação absoluta por qPCR do número de cópias de espécies    de micoplasmas \nem amostras de tecido de biópsia em mulheres com e sem endometriose, São Paulo – SP, \n2014.2 – 2015.1...........................................................................................................................80 \nFigura 10 – Quantificação de citocinas em amostras de fluido peritoneal de mulheres sem \nendometriose (grupo controle) e mulheres com endometriose (grupo caso) ..............................89 \nFigura 11 – Quantificação de citocinas em a mostras de tecido de biópsia de mulheres sem \nendometriose (grupo controle) e mulheres com endometriose (grupo caso) ..............................91 \nFigura 12 – Quantificação de citocinas em amostras de tecido de biópsia de mulheres sem \nendometriose (grupo controle) e mulheres com endometriose (grupo caso) ..............................92 \nFigura 13 – Análise de expressão gênica no tecido de biópsia de mulheres com  endometriose \n(grupo caso) comparado com tecido de biópsia de mulheres sem endometriose (grupo \ncontrole).......................................................................................................................................93 \nFigura 14 – Análise de expressão gênica nas células do fluido peritoneal de mulheres com \nendometriose (grupo caso) comparado fluido peritoneal de mulheres sem endometriose (grupo \ncontrole) ......................................................................................................................................95 \nFigura 15 – Análise de expressão gênica de células presentes no fluido peritoneal de mulheres \ncom endometriose positivas para M. genitalium  comparado com células presentes no fluido \nperitoneal de mulheres com endometriose sem infecção por micoplasmas. ..............................97 \nFigura 16 – Análise de expressão gênica de células presentes no fluido peritoneal de mulheres \ncom endometriose positivas para M. hominis  comparado com células presentes no fluido \n\n \n \nperitoneal de mulheres com endometriose sem infecção por \nmicoplasmas................................................................................................................................99 \nFigura 17 – Análise de expressão gênica de células presentes no fluido peritoneal de mulheres \ncom endometriose positivas para qualquer micoplasma comparado com células presentes no \nfluido peritoneal de mulheres com endometriose sem infecção por micoplasmas.....................101 \n \n \n\n \n \nLISTA DE TABELAS \n \nTabela 1 – Genes avaliados pelo kit Human Innate and Adaptive Immune Responses PCR \nArray…........................................................................................................................................66 \nTabela 2 – Características demográficas da população estudada..............................................69 \nTabela 3 – Características clínicas da população estudada e distribuição das pacientes de acordo \ncom as classificações da endometriose.......................................................................................71 \nTabela 4 – Hábitos de vida da população estudada.....................................................................72 \nTabela 5 – Perfil de detecção de espécies de Mollicutes (M. hominis , M. genitalium , U. \nurealyticum e U. parvum) , HPV e N. gonorrhoeae , em amostras de swab endocervical, fluido \nperitoneal e tecido de biópsia obtidas de mulheres com e sem endometriose, São Paulo – SP, \n2014.2 – 2015.1...........................................................................................................................74 \nTabela 6 – Detecção de Mollicutes em amostras de swab endocervical por meio da PCR em \ntempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico de mulheres com endometriose (caso) e \nsem endometriose (controle), São Paulo – SP.............................................................................82 \nTabela 7 – Perfil de Detecção de HPV por amostra clínica e de N. gonorrhoeae  no swab \nendocervical, por meio da qPCR, e sua relação com o estadiamento e tipo de \nendometriose...............................................................................................................................84 \nTabela 8 – Detecção de Mollicutes, HPV e N. gonorrhoeae em amostras de swab por meio da \nPCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico das pacientes \nincluídas......................................................................................................................................85 \nTabela 9 – Detecção de Mollicutes, HPV e N. gonorrhoeae em amostras de fluido peritoneal por \nmeio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico das pacientes \nincluídas......................................................................................................................................86 \nTabela 10 – Detecção de Mollicutes, HPV e N. gonorrhoeae em amostras de tecido por meio da \nPCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico das pacientes \nincluídas......................................................................................................................................87 \n\n \n \nLISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS \n \n \nA – Adenina  \nAIDS – Síndrome da Imunodeficiência Adquirida \nAPC –  Célula Apresentadora de Antígeno \nASRM –  Sociedade Americana de Medicina Reprodutiva \natm – Atmosfera \nATP – Adenosina tri-fosfato \nC – Citosina \ncDNA –  DNA circular \nCDC – Centers for Disease Control and Prevention \nCO2 – Gás carbônico \nCt – Cycle Treshold (Sinal de fluorescência que pode ser detectado) \nDAMPS –  Padrões Moleculares Associados a Danos \nDIP – Doença Inflamatória Pélvica \nDIU –  Dispositivo Intrauterino \nDNA – Ácido Desoxirribonucleico \ndNTP – Deoxinucleotídeo trifosfato \nEDT –  Endometriose \nEDTA – Ácido Etilenodiamino Tetra-acético \ng – Força G (gravitacional) \nG – Guanina \nHIV –  Vírus da Imunodeficiência Humana \nHPV –  Papilomavírus humano \nIC – Intervalo de Confiança \nIFN-γ – Interferon gama \nIg –  Imunoglobulina \nIL – Interleucina \nIL-1α Interleucina 1 Alfa \nIL-1β – Interleucina 1 Beta \nIST – Infecção Sexualmente Transmissível \nkDa – Kilodaltons \nKpb – Kilopares de bases \nLPS –  Lipopolissacarídeo  \nmg – Miligramas \nMgCl2 – Cloreto de Magnésio \nmín. – Mínima \nmáx, - Máxima \nMHC –  Complexo Maior de Histocompatibilidade  \nmL – Mililitro \nmM – Milimolar \nNaCl Cloreto de sódio \nNK – Natural Killers \nºC – Graus celsius \nOMS – Organização Mundial de Saúde \nOR – Odds Ratio \nPAMP –  Padrão Molecular Associado a Patógenos \npb – Pares de base \nPBS – Tampão fosfato (Phosphate Buffer Saline) \n\n \n \nPCR – Reação em Cadeia da Polimerase \npH – Potencial hidrogênio iônico \npmol –  Picomol \nPMSF Fluoruro de fenilmetilsulfonilo \nPPLO – Pleuropneumonia-like Organisms \nqPCR – PCR quantitativa ou PCR em tempo real \nr2 – R da curva  \nRNAm –  Ácido ribonucleico mensageiro \nrRNA – RNA ribossômico \nSC – Small Colony \nT – Timina \nTCLE – Termo de Consentimento Livre e Esclarecido \nTh –  Células T helper \nTLR –  Toll-like receptor \nTNF – Fator de Necrose Tumoral \nU – Unidade \nUNG – Uretrite não gonocócica \nµL – Microlitro \nµm – Micrômetros \nµM Micromolar \nnm – Nanômetros \nµm/s – Micrômetros por segundo \nVB – Vaginose bacteriana \nx – Vezes (multiplicação) \nα – Alfa \nβ – Beta \n  \n\n \n \nSUMÁRIO \n \n1 INTRODUÇÃO.....................................................................................  22 \n2 REFERENCIAL TEÓRICO.................................................................. 25 \n2.1 Características gerais dos Mollicutes........................................... 25 \n2.1.1 Mycoplasma genitalium.................................................................. 32 \n2.1.2 Mycoplasma hominis...................................................................... 35 \n2.1.3 Ureaplasma spp. ........................................................................... 37 \n2.2 Outros microrganismos de importância ginecológica................ 39 \n2.2.1 Papilomavírus humano (HPV)........................................................ 39 \n2.2.2 Neisseria gonorrhoeae................................................................... 42 \n2.3 Endometriose.................................................................................. 43 \n2.3.1 Quadro Clínico............................................................................... 44 \n2.3.2 Epidemiologia da Endometriose..................................................... 45 \n2.3.3 Classificação da endometriose...................................................... 45 \n2.3.4 Teorias da Endometriose............................................................... 47 \n2.3.5 Sistema imune e endometriose...................................................... 48 \n2.3.6 Microrganismos patogênicos e endometriose................................ 49 \n3 OBJETIVOS......................................................................................... 53 \n3.1 Objetivo geral................................................................................... 53 \n3.2 Objetivos específicos...................................................................... 53 \n4 PACIENTES E MÉTODOS................................................................... 54 \n4.1 Pacientes.......................................................................................... 54 \n4.1.1 Locais do estudo e pacientes......................................................... 54 \n4.1.2 Critérios de inclusão....................................................................... 54 \n4.1.3 Quadro clínico................................................................................ 55 \n4.1.4 Estadiamento da Endometriose..................................................... 56 \n4.1.5 Locais da doença........................................................................... 58 \n4.2 Coleta de amostras e processamento em laboratório................. 58 \n4.2.1 Swab endocervical......................................................................... 58 \n4.2.2 Fluido Peritoneal............................................................................ 58 \n4.2.4 Lesão de Endometriose................................................................. 59 \n4.3 Padronização das cepas utilizadas............................................... 59 \n\n \n \n4.4 Extração de DNA............................................................................. 60 \n4.5 Reação em cadeia da polimerase quantitativa em tempo real \n(qPCR).................................................................................................... \n \n60 \n4.5.1 Reação de controle interno da qualidade do DNA......................... 60 \n4.5.2 qPCR para detecção de M. genitalium........................................... 61 \n4.5.3 qPCR para a detecção de M. hominis............................................  61 \n4.5.4 qPCR para detecção de U. urealyticum......................................... 62 \n4.5.5 qPCR para detecção de U. parvum............................................... 62 \n4.5.6 qPCR para detecção de N. gonorrhoeae....................................... 62 \n4.5.7 Análise dos dados da PCR quantitativa......................................... 63 \n4.5.8 PCR para detecção de Papilomavírus humano (HPV)................... 63 \n4.6 Dosagem de citocinas.................................................................... 64 \n4.7 Análise de expressão gênica......................................................... 64 \n4.8 Análise estatística........................................................................... 68 \n5 RESULTADOS..................................................................................... 69 \n5.1 Características demográficas da população estudada............... 69 \n5.2 Características clínicas da população estudada......................... 70 \n5.3 Hábitos de vida da população estudada....................................... 72 \n5.4 Perfil de prevalência dos microrganismos na população \nestudada................................................................................................. \n \n72 \n5.4.1 Perfil de prevalência dos Microrganismos Vs Uso de hormônios... 74 \n5.5 Perfil de coinfecção e proporção de microrganismos nos \ngrupos de estudo.................................................................................. \n \n75 \n5.6 Perfil de carga microbiana dos Mollicutes nas amostras .......... 78 \n5.7 Detecção microbiana de acordo com o perfil clínico.................. 81 \n5.8 Padrões de resposta imune na população estudada.................. 88 \n5.9 Perfil da expressão gênica na população estudada.................... 93 \n6 DISCUSSÃO........................................................................................ 102 \n7 CONCLUSOES.................................................................................... 116 \nREFERÊNCIAS....................................................................................... 118 \nAPÊNDICES........................................................................................... 141 \nA – Tipo de cirurgia realizada por grupo de estudo................................ 141 \nB – Ficha de atendimento ginecológico ambulatorial.............................. 144 \n\n \n \nC – Perfil de prevalência dos Mollicutes nas amostras swab \nendocervical de acordo com o uso de hormônio...................................... \n \n147 \nD – Perfil de prevalência dos Mollicutes nas amostras de fluido \nperitoneal de acordo com o uso de hormônio........................................... \n \n148 \nE – Perfil de prevalência dos Mollicutes nas amostras de tecido de \nbiópsia de acordo com o uso de hormônio............................................... \n \n149 \nF – Perfil de prevalência de HPV por amostra clínica e N. gonorrhoeae \nnas amostras de swab de acordo com o uso de hormônio....................... \n \n150 \nG – Prevalência de coinfecção de Mollicutes (M. hominis, M. genitalium, \nU. urealyticum e U. parvum), HPV e N. gonorrhoeae em amostras de \nswab endocervical de mulheres com e sem endometriose, São Paulo - \nSP, 2014.2 – 2015.1. ...............................................................................                          \n \n \n \n \n151 \nH – Prevalência de coinfecção de micoplasmas genitais (M. hominis, M. \ngenitalium, U. urealyticum  e U. parvum ) em amostras de fluido \nperitoneal de mulheres com e sem endometriose, São Paulo - SP, \n2014.2 – 2015.1.......................................................................................      \n \n \n \n \n152 \nI – Prevalência de coinfecção de micoplasmas genitais (M. hominis, M. \ngenitalium, U. urealyticum  e U. parvum ) em amostras de tecido de \nbiópsia de mulheres com e sem endometriose, São Paulo - SP, 2014.2 \n– 2015.1...................................................................................................                          \n \n \n \n \n153 \nJ – Detecção de Mollicutes em amostras de fluido peritoneal por meio \nda PCR e m tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico de \nmulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São \nPaulo – SP, 2014.2 – 2015.1.................................................................... \n \n \n \n \n154 \nK – Detecção de Mollicutes em amostras de tecido de biópsia por PCR \nem tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico de mulheres \ncom endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – \nSP, 2014.2 – 2015.1................................................................................ \n \n \n \n \n155 \nL – Detecção de HPV e N. gonorrhoeae em amostras clínicas por meio \nda PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil clínico de \nmulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São \nPaulo – SP, 2014.2 – 2015.1.................................................................... \n \n \n \n \n156 \n\n \n \nM – Detecção de Mollicutes em amostras de swab endocervical por \nmeio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o estadiamento \ne tipo de endometriose............................................................................. \n \n \n \n158 \nN – Detecção de Mollicutes em amostras de fluido peritoneal por meio \nda PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o estadiamento e \ntipo de endometriose............................................................................... \n \n \n \n159 \nO – Detecção de Mollicutes em amostras de tecido de biópsia por meio \nda PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o estadiamento e \ntipo de endometriose............................................................................... \n \n \n \n160 \nANEXOS................................................................................................. 161 \nA – Parecer 1170/CEPSH....................................................................... 162 \nB – Parecer AVAP GBC 260................................................................... 163 \nC – Parecer nº 550.484........................................................................... 164 \nD – Termo de Consentimento Livre e Esclarecido.................................. 165 \nE – Escala Analógica de Dor (EAD) ....................................................... 167 \nF – Questionário de dados clínicos do Setor de Endometriose do \nHospital das Clínicas............................................................................... \n \n168 \n\n22 \n \n1 INTRODUÇÃO \n \nA endometriose é uma desordem ginecológica estrógeno-dependente \ncaracterizada pela presença de tecido endometrial fora do útero – principalmente \nno peritônio pélvico (ACIEN; VELASCO, 2013;  GIUDICE; KAO, 2004). O quadro \nclínico da  endometriose é bastante variável. Algumas pacientes podem ser \nassintomáticas, no entanto, a maioria apresenta queixas clínicas em diferentes \nintensidades, como dismenorreia, dor pélvica crônica, infertilidade, dispareunia \nde profundidade, sintomas intesti nais e urinários cíclicos como dor ou \nsangramento ao evacuar/urinar durante o período menstrual  e fadiga crônica \n(BELLELIS; PODGAEC; ABRÃO, 2011; NACUL; SPRITZER, 2010) . Dentre \noutros fatores, a eventual inespecificidade do quadro clínico e a falta de \ncorrelação entre sintomas e gravidade da doença podem explicar a demora no \ndiagnóstico da endometriose (BELLELIS et al., 2011). \nDiferentes teorias têm sido propostas para explicar a endometriose. \nDentre estas estão: (1) Teoria da metaplasia celômica (Teoria de  Mayer); (2) \nTeoria da Implantação de Sampson (crescimento do endométrio após a \nmenstruação retrógrada) e (3) Teoria da Indução. A teoria de Mayer propõe que \na endometriose se estabeleça por meio da transformação celular hormônio -\ndependente das células per itoneais em células do tipo Mulleriano. De acordo \ncom a teoria da implantação, no fenômeno da menstruação retrógrada o tecido \nendometrial fluiria através das tubas de falópio até alcançar a cavidade \nperitoneal. Ao alcançar este sítio anatômico o tecido end ometrial pode se \nimplantar e crescer. Finalmente, a teoria da indução é uma combinação das duas \nprimeiras teorias e propõe que fatores biomecânicos e imunológicos induzem \ncélulas indiferenciadas para diferenciadas em tecido endometrial (AUGOULEA \net al., 2012;  MEYER, 1919;  SAMPSON, 1927;  VINATIER et al., 2001). \nA teoria da menstruação retrógrada explica a maior parte dos fenômenos \nassociados à patogênese da doença e, portanto, é mais aceita atualmente. \nContudo, se este fenômeno é comum e ocorre na maioria  das mulheres, \nquestiona-se: por que apenas 10% destas desenvolvem a doença? Duas \nhipóteses para a progressão da doença foram postuladas: (1) Anomalias \nintrínsecas do endométrio eutópico permitem a resistência à eliminação pelas \ncélulas imunes peritoneais e (2) a doença é uma consequência da função \n\n23 \n \nalterada de macrófagos e células natural killer (NK), as quais são incapazes de \neliminar os implantes endometrióticos. A relação entre estas duas hipóteses não \nestá clara; estas são provavelmente interdependentes  (ACIEN; VELASCO, \n2013).  \nPara além destas hipóteses, recentemente, aumentou -se o interesse ao da \nrelação entre a patogênese da endometriose e a possível participação \nmicrorganismos (KHAN et al., 2010;  KHAN et al., 2014;  KHAN et al., 2015;  \nKHAN et al., 2016;  KOBAYASHI et al., 2014). O trato genital inferior está exposto \nà colonização por microrganismos capazes de ascender e infectar o trato genital \nsuperior (DEB; CHATTURVEDI; JAISWAL, 2004;  LARSEN; GALASK, 1980;  \nWIRA et al., 2005) . Com base neste aspe cto, na “teoria da contaminação \nbacteriana ou infecciosa” propôs-se que a ativação bacteriana via LPS/TLR -4 \npode provocar inflamação pélvica com aumento da endometriose (KHAN et al., \n2010). Em outro estudo, Khan et al., (2014) encontraram altas concentrações de \nEscherichia coli , Gardnerella spp., Streptococcus (alfa-hemolíticos) e \nenterococos em amostras de endométrio de mulheres com endometriose, e \nsubsequente alto nível de endotoxina. O estudo reforçou o argumento de que \nmicrorganismos presentes na cavida de uterina podem provocar uma infecção \nsubclínica no ambiente intrauterino e nos endometriomas de ovário. Estes \nautores propõem como possível explicação para seus achados que a \nmenstruação retrógrada seja o fenômeno que carreou os microrganismos até os \novários. Desta forma, apoiaram-se na teoria de Sampson para postularem suas \nsuspeitas.  \nNeste contexto, a presença de microrganismos no útero pode ser \nimportante na iniciação da endometriose. A ativação da resposta imune por \nestímulo microbiano nos receptores  de reconhecimento de patógenos (RRP) \nresulta na ativação de vias pró -inflamatórias e da imunidade inata. Somado à \nresposta a vários padrões moleculares associados a patógenos (PAMPs), os \nreceptores Toll-like também reconhecem  ampla variedade de padrões \nmoleculares associados a danos (DAMPs). A expressão aumentada dos níveis \nde DAMPs pode estar envolvido em um subsequente processo de transcrição \nnuclear dependente do fator-kβ (KOBAYASHI et al., 2014).  \nDiante do exposto, consid eramos que há pouco conhecimento da \nparticipação dos micro -organismos na evolução e desenvolvimento da \n\n24 \n \nendometriose. Há fortes indícios de que os microrganismos são carreados para \no trato reprodutivo superior por meio da menstruação retrógrada. Assim, o \npresente estudo se propõe a investigar a hipótese se microrganismos de \nimportância clínico -ginecológica, podem influenciar na resposta imune local e \ncontribuir para o desenvolvimento da endometriose. Somado a este estudo, \nserão observados os aspectos demográficos da população incluída com vistas a \navaliar os aspectos associados ao perfil clínico.  \n \n  \n\n25 \n \n2 REFERENCIAL TEÓRICO \n \n2.1 Características gerais dos Mollicutes \n \nHá mais de 100 anos, fizeram o primeiro relato de micoplasmas \n(Mycoplasma mycoides  subsp. mycoides SC - agente da pleuropneumonia \nbovina) (NOCARD; ROUX, 1990) . Com o passar dos anos, microrganismos, \nainda denominados PPLO (pleuropneumonia-like organisms), foram isolados de \nhumanos e de animais por outros pesquisadores. Atualmente, estes recebem a \ndenominação proposta por  Edward e  Freundt (1956): Micoplasmas. Esta \nnomenclatura é usada informalmente quando se fala de bactérias pertencentes \nà classe Mollicutes. Apesar de informais , termos como  micoplasmas ou \nmolicutes t êm sido utilizados indiferenciadamente pelos autores  para denotar \nqualquer espécie dentre os Mollicutes (RAZIN; HAYFLICK, 2010). \nTaxonomicamente, a ausência  completa da parede celular separa os \nmicoplasmas de outras bactérias em uma classe denominada Mollicutes (mollis: \nmole; cutis: pele, em latim)  (RAZIN, 1978). Atualmente são reconhecidas cinco \nordens ( Mycoplasmatales, Entomoplasmatales, Acholeplasmatales, \nAnaeroplasmatales e Incertae sedis ), seis  famílias ( Mycoplasmataceae, \nEntomoplasmataceae, Spiroplasmataceae, Acholeplasmataceae, \nAnaeroplasmataceae e Erysipelothrichaceae) e 14 gêneros  (Mycoplasma, \nEperythozoon, Haemobartonella, Ureaplasma, Entomoplasma, Mesoplasma, \nSpiroplasma, Acholeplasma, Anaeroplasma, Asteroplasma, Erysipelothrix, \nBulleidia, Holdemania e Solobacterium) (BERGEY’S, 2010;  RAZIN, 1997).  \nOs Mollicutes possuem um genoma e  metabolismo reduzido , e s ão \nconsiderados os menores organismos capazes de autorreplicação. A espécie \nMycoplasma genitalium apresenta genoma de 580 Kpb, sendo o menor genoma \ndentre os proc ariotos de vida livre  (BERGEY’S, 2010;  BOVÉ, 1999;  RAZIN, \n1997;  RAZIN; YOGEV; NAOT, 1998) . Filogeneticamente, com base no \nsequenciamento d o gene 16S rRNA, são relacionada s às bactérias gram -\npositivas com baixo conteúdo G+C (23 - 40%) (MANILOFF et al., 1992). Por um \nprocesso de evolução redutiva do seu genoma  e provavelmente influenciado \npelos nichos encontrados, estas bactérias desenvolveram características \nfenotípicas e metabólicas diferenciadas (PERRY; KASPER, 2000).  \n\n26 \n \nO tamanho do genoma divide  estas bactérias em dois grupos : (1) \ncomposto pelos gêneros Mycoplasma e Ureaplasma, com aproximadamente 580 \na 1350 Kpb  e, (2) formado pelos  gêneros Acholeaplasma, Spiroplasma e \nAnaeroplasma com genoma variando de 790 a 2200 Kpb  (MILES; NICHOLAS, \n1998). A ausência de parede celular propicia o pleomorfismo destas bactérias. \nAlguns gêneros apresentam-se helicoidais, esféricos ou periformes, com ou sem \nfilamentos. Os filamentos ocorrem pela assincronia entre a divisão celular, mais \nrápida, e a replicação genômica; assemelhando-se aos dos fungos ( mykes: \nfungo e plasma: formação).  Os micoplasmas não possuem flagelos, mas \nalgumas espécies exibem motilidade por deslizamento em superfície de plástico \nou vidro. Estas espécies  normalmente apresentam uma organela ou estrutura  \nespecializada na extremidade  da célula (tip organelle) a qual desempenha um \npapel na adesão às células hospedeiras. Pequenos e maleáveis, os \nmicoplasmas foram também confundidos no passado com vírus por transporem \nusualmente os filtros retentores da maioria das bactérias (RAZIN; TULLY, 1995).  \nNo cultivo em meio sólido,  as colônias possuem de 50 a 500 µm de \ndiâmetro e têm aspecto de “ovo frito”. Incorporadas no Agar, as colônias têm \numa zona central opaca, granular e refringente e outra plana e translúcida  na \nsuperfície do meio.  No entanto, esta morfologia  depende das condições de  \ncrescimento, idade da cultura e da concentração do ágar. Poucas espécies não  \napresentam as colônias em forma “ovo frito” sob quaisquer condições de cultivo. \nEm meio líquido, o cre scimento geralmente não causa turvação, provocando a \nalteração de cor no caldo revelado por um indicador de alteração de pH. Neste \nsentido, apesar  de a coloração de Gram não permitir a identificação por não \napresentarem parede celular, esta técnica serve para evidenciar a contaminação \npor outras bactérias nos caldos de cultivo (RAZIN, 1987;  RAZIN; TULLY, 1995). \nNa caracterizaçã o morfológica dos micoplasmas, a  microscopia óptica  \napresenta-se como técnica utilizada na visualização de estruturas mais \ngrosseiras. A  microscopia eletrônica, por sua vez, permite a visualização \ndetalhada da  ultraestrutura destes microrganismos e desta forma, a \ndemonstração de uma  membrana em finas secções; requisito para a \nidentificação de um novo isolado como um Mollicutes (RAZIN; HAYFLICK, 2010). \nOs micoplasmas são encontrados em humanos, mamíferos,  aves, répteis, \npeixes, artrópodes e plantas. Novas espécies de hospedeiros e de Mollicutes \n\n27 \n \nsão frequentemente mencionados na literatura (HORNOK et al., 2012; LO et al., \n1991; MAGGI et al., 2013; VERTERAMO et al., 2013). Micoplasmas usualmente \nexibem uma relação estrita e específica com o  tecido do seu hospedeiro, \nprovavelmente por conta do modo de vida parasitário e  por serem \nnutricionalmente exigentes  (RAZIN et al., 1998;  ROTT EM; NAOT, 1998) . \nEntretanto, Goulet et al., (1995) mencionam existem variações nesta relação e,  \neventualmente, é possível isolar espécies de sítios de hospedeiros não-usuais. \nM. pneumoniae pode encontrado preferencialmente no trato respiratório, e M. \ngenitalium tem sido isolado do trato  urogenital, mas o contrário também pode \nocorrer. M. salivarum  foi isolado da  secreção nasal e orofaríngea de suínos, \nmesmo este sendo comumente encontrado  na cavidade bucal humana. \nAcholeplasma oculi , um micoplasma que foi detectado  em vários animais, foi \nisolado de líquido amniótico de uma mulher. Apesar dos  relatos, o mecanismo \nde indução da susceptibilidade do hospedeiro a micoplasmas incomuns ainda é \nincerto (BOVÉ, 1999;  ERICKSON; ROSS; BOVE, 1988;  RAZIN et al., 19 98;  \nWAITES; CROUSE; CASSELL, 1993).  \nO isolamento de Mollicutes de amostras clínicas depende de várias \ncondições inerentes aos hospedeiros ao material colhido; além do tempo \ndecorrido até o início da cultura. Inclui-se a presença de anticorpos, antibióticos, \ncomponentes tóxicos ou inibidores, qualidade dos meios de cultura e condições \nde incubação. Adicionalmente, vale considerar que algumas espécies são muito \nfastidiosas. Desta maneira, as técnicas de diagnostico molecular são cada vez \nmais aplicadas (AMIRMOZAFARI et al., 2009;  BALABANOV et al., 2006;  \nTULLY, J. G., 1993). \n As principais espécies que parasitam humanos encontram -se nos \ngêneros Mycoplasma e Ureaplasma, os quais possuem metabolismos distintos. \nPela forma de obtenção de ATP, os molicutes em geral, são divididos em \nfermentadores da glicose, acidificando o caldo de cultura ou aqueles que \nalcalinizam pela hidrólise da arginina. No entanto poucas espécies possuem as \nduas vias ou algumas obtém energia por outras vias  (BROWN; WHITCOMB; \nBRADBURY, 2007;  OLSON et al., 1993) . As espécies do gênero Ureaplasma \nrequerem ureia para produzir ATP, hidrolisando est e composto e produzindo \namônia (BROWN et al., 2007;  POLLACK; JONES; WILLIAMS, 1993) . Quando \nsão isolados de matérias clínicos contaminados, adicionam-se impedientes aos \n\n28 \n \nmeios de cultura como penicilina, acetato de tálio e antifúngicos. Algumas \nespécies requerem cofatores complexos  pelas limitações metabólicas e/ou \nnutricionais. Também deve -se considerar a produção de compostos do \nmetabolismo primári o e o esgotamento  de nutrientes essências  como fatores \nestressantes que prejudicam  os subcultivos ou mesmo inviabilizando a \nmultiplicação (MILES, 1992;  ROSENGARTEN et al., 2000;  TULLY, 1993). \nA maioria dos Mollicutes são facultativos, e geralmente prefer em \natmosfera com pouco oxigênio, principalmente no primocultivo. O gênero \nAnaeroplasma e Asteroleplasma abarcam poucas das espécies que são pouco \nestudados e são anaeróbios estritos.  Somente poucas espécies , como M. \nhyorhinis de suínos, requerem atmosfera anaeróbica, sendo que a aeração pode \ncontribuir para o crescimento de algumas  espécies, presumivelmente, por \ncontribuir na produção de ATP gerado durante o metabolismo da glicose e outros \ncarboidratos (KOTANI et al., 1990;  MILES, 1992). \nA maioria dos Mollicutes isolados do homem e de animais exibem  \ntemperatura ótima de crescimento de 36 ⁰C a 38 ⁰C, enquanto que Acholeplasma \nspp. podem se multiplicar em temperatura ideal igual ou abaixo de 22 ⁰C (TULLY, \n1983). Os molicutes geralmente sobrevivem em uma f aixa estreita de intervalo \nde pH. Para  espécies encontradas em plantas e vertebrados, o pH ótimo é de \n7,4 e o crescimento  ocorre entre pH 6,5 a 8,0. Os ure aplasmas são exceções, \nsendo o pH ótimo de 6,0 a  6,5, sendo seu crescimento inibido em pH acima de \n7,5 (RAZIN, 1978). A pressão osmótica ideal durante o crescimento de algumas \nespécies de  Mycoplasma e para Acholeplasma laidlawii , em meio líquido ou \nsólido, foi próximo a  10 atm  (LEACH, 1962) . Contudo, variações entre os \ndiferentes gêneros e espécies, podem atingir valores de 6,5 a 32 atm, como no \ncaso dos Spiroplasmas. Desta  forma, o estabelecimento da osmolaridade \nconstitui outro aspecto importante no desenvolvimento dos molicutes (MILES; \nNICHOLAS, 1998).  \nA maioria dos Mollicutes vivem como comensais e, em muitos artrópodes, \npodem mesmo ser considerados simbiontes. Infecções com micoplasmas  \npatogênicos são raramente agudas e usualmente seguem um curso crônico  \n(RAZIN, 1997) . Os Mollicutes, principalmente as espécies encontradas em  \nmamíferos, apesentam -se co mo \"parasitas ideais\", e vivem, geralmente, em \nhomeostase com o hospedeiro, mas, por outro lado, são também considerados \n\n29 \n \ncomo “oportunistas ideais”. Diversas doenças nos seus respectivos hospedeiros \nsão causadas ou associadas aos Mollicutes (RAZIN; HAYFLICK, 2010). Estas \nbactérias parecem preferir nichos com células em constante  renovação, como \nmucosas, favorecendo a sua adesão.  Algumas apresentam a capacidade de \naderir e/ou invadir células fagocíticas e não -fagocíticas, tais como células \nepiteliais dos tra tos respiratório, urogenital, gastrointestinal, das glândulas \nmamárias e até mesmo de olhos e articulações (BIERNAT-SUDOLSKA et al., \n2011). A propriedade de invasão em células humanas foi descrita inicialmente \npara M. penetrans , mas  espécies de diferentes gêneros também têm sido \ndescritas (BUIM et al., 2011;  MARQUES et al., 2010;  UENO et al., 2008). \nA capacidade de adesão e/ou invasão  é facilitada primeiramente pelo o \nalto teor de colesterol na membrana de micoplasmas, contribuindo para que \nocorra fusão com as células do hospedeiro. Além disso, alguns microrganismos \napresentam uma ext ensão celular polar, afunilada em  um dos pólos, contendo \num núcleo eletrodenso no citoplasma. Esta estrutura, denominada tip organelle, \nfunciona como uma organela de adesão e/ ou de invasão, devido às adesinas \npresentes (BASEMAN et al., 1995; JENSEN; BLOM; LIND, 1994; KRAUSE; \nCHEN, 1988; ROTTEM, 2003) . Outros micoplasmas apresentam bolsas na \nmembrana que se assemelham a poços revestidos , onde a adesão e invasão \nnas células ocorre por um evento mediado p or receptores que se assemelham \nao mecanismo de invasão de  Chlamydia (MERNAUGH et al., 1993) . Após a \ninvasão, alguns permanecem viáveis em vacúolos  (JENSEN et al., 1994) , e \noutros localizam-se, principalmente, na região perinuclear (BASEMAN; TULLY, \n1997). \nPropriedades biológicas dos micoplasmas têm sido descritas como \ndeterminantes de virulência. Estas incluem: 1) a geração de peróxido de \nhidrogênio e os radicais superóxido por micoplasmas aderentes, os quais \ninduzem o estresse oxidativo, incluindo dano à membrana da célula hospedeira; \n2) competição por  nutrientes ou precursores biossintéticos, interferindo no \nmetabolismo da célula  hospedeira e sua função; 3) existência de glicocálix ou \nestruturas eletrodensas na  superfície da ba ctéria com propriedades \nimunomoduladoras 4) alta frequência de  variação de fase que resulta na \ndiversidade antigênica na superfície bacteriana  possibilitando a modificação da \nresposta imune do hospedeiro; 5) secreção ou  introdução de enzimas \n\n30 \n \nbacterianas como: fosfolipases, ATPases, hemolisinas,  proteases e nucleases \npara o interior da célula hospedeira, causando aberrações  cromossômicas e \ndesorganização da função tissular e 6) permanência intracelular  dificultando a \nação de antibióticos e dos mecanismos de resposta imune  contribuindo na \ncronicidade das doenças (CHANG et al., 2011).  \nO quadro clínico das infecções por micoplasma em humanos e animais é \nmais sugestiva do efeito da modulação da resposta imunológica e  inflamatória \ndo hospedeiro do que pelos efeit os tóxicos de componentes gerados  pelos \nmicrorganismos (RAZIN; HAYFLICK, 2010) . Assim, a  adesão pode ser \nconsiderada o maior fator de virulência, pois pode interferir tanto com receptores \nquanto com os mecanismos de transporte da célula hospedeira. Esses eventos \npodem levar à ativação de cascatas e vias de sinalização  nestas células  \n(HOPFE et al., 2013;  SIQUEIRA et al., 2013).  \nOs Mollicutes apresentam afinidade pela  membrana plasmática das \ncélulas epiteliais , não fibroblásticas e  de linfócitos (ZUO; WU; YOU, 2009) . \nTornou-se evidente o estímulo do sistema imune hospedeiro pelos micoplasmas, \nrefletida por um aumento da expressão de moléculas de superfície, da \nproliferação e a diferenciação  das células do sistema imune. Ocorre ainda \naumento das funções efet oras manifestadas pela libertação de diversos \nmediadores solúveis, que interferem na relação dos molicutes e as células \nimunológicas do hospedeiro (RAZIN et al., 1998). \nA maioria dos molicutes estudados estimulam macrófagos e monócitos na \nsecreção de citoc inas pró -inflamatórias com atividade local e sistêmica nos \nhospedeiros. Foram associados aos efeitos inibitórios e/ou mitogênicos sobre \nlinfócitos B e T, estímulo de células Natural Killers (NK) e aumento na produção \ndas citocinas IL -6, IL-1α e IL -1β e IL -2 (LARSEN; HWANG, 2010;  SUN et al., \n2013;  XU et al., 2013).  \nO TNF-α é um mediador princi pal da inflamação, febre, liber ação de \nproteínas de fase aguda, choque séptico, e necrose hemorrágica das células \ntumorais. Esta citocina é produzida principalmente por fagócitos mononucleares, \nmas também por células T helper (Th), natural killers (NK) e outras células não \nrelacionadas diretamente ao sistema imune. Uma vez que a maior parte das \natividades de TNF-α se sobrepõem com IL-1 (um dos mediadores da inflamação \nproduzido por fagócitos mononucleares e outras células), estas duas citocinas \n\n31 \n \nsão discutidas em conjunto. O TNF -α e IL -1 são cofatores importantes na \nativação de linfócitos T e B, e promovem a proliferação e diferenciação de \nlinfócitos em células efetoras . Ambas as citocinas regulam positivamente a \natividade citocida de macrófagos e células NK e aumentam a atividade \nmetabólica de polimorfonucleares. Ao induzir o aumento da expressão de \nantígenos do complexo maior de histocompatibilidade (MHC), potencializa m a \napresentação do antígeno pelas células apresentadoras de antígeno (APCs). As \ncélulas do sistema imune que são estimuladas por TNF -α e IL -1 expressam \nmaiores níveis de receptores de citocinas, α- e β-quimiocinas e prostaglandinas. \nA capacidade do TNF-α e IL-1 em causar aumento da expressão de moléculas \nde adesão nas células endoteliais, em conjunto com outros fatores, provoca o \naumento do recrutamento de leucócitos a locais de inflamação. Além disso, \nfavorecem a necrose local e a destruição do tecido. Ap esar de doses elevadas \nde TNF-α levar à  inibição, “in vitro”, da replicação de células progenitoras d a \nmedula óssea, tanto o TNF -α e IL-1 estimulam a produção do fator estimulador \nde colônias de granulócitos e macrófagos (GM -CSF). Isso estimula a \nhematopoese “in vivo”, aumentando o conjunto de células a serem estimuladas \ne a quimiotaxia ao sítio da inflamação. Tais efeitos induzidos por ambas \ncitocinas, em resposta às interações com micoplasmas, podem justificar boa \nparte das manifestações inflamatórias e patológicas nas infecções por molicutes \n(MCGOWIN; et al., 2009;  MCGOWIN; POPOV; PYLES, 2009;  PELTIER et al., \n2007;  WOOLARD et al., 2005;  WU et al., 2008;  YOU et al., 2008). \n IL-6 é outra citocina pleiotrópica e pró -inflamatória induzida por muitos \nmolicutes. Esta citocina é produzida por monócitos e macrófagos, bem como por \nTh e linfócitos B e outras células não relacionadas diretamente ao sistema imune. \nIL-6 exi be algumas a tividades que se sobrepõem aos do TNF -α e IL -1. N o \nentanto, a sua principal a tividade é mediada pela  capacidade de agir como \ncofator na diferenciação de células B e maturação em células secretoras de \nimunoglobulinas (Ig). A IL-6 também aumenta a expressão de rec eptor IL-2 (IL-\n2R) em células a tivadas e in duz a produção de IL -2 por  Th. Isso promove a \nproliferação de linfócitos T e amplifica a hematopoese. IL-6, assim como TNF-α \ne IL-1, também desencadeia a produção de proteínas de fase aguda no fígado. \nVale salientar que , exceto por M. hyopneumoniae , M. mycoides subsp. \nmycoides, e M. salivarium, todos os micoplasmas que induzem a  produção e \n\n32 \n \nliberação de IL-6 foram identificados como mitógeno  para linfócitos B de  ratos \n(DOH et al., 2004;  MCGOWIN et al., 2012;  THANAWONGNUWECH et al., \n2001). \nHá mais de 50 anos a ssociou-se à etiologia de M. pneumoniae com a \npneumonia atípica humana e U. urealyticum  com a uretrite não gonocócica \n(UNG). No entanto, outras espécies de micoplasmas foram identificadas como \nparte da microbiota humana. Apesar da ocorrência de diversos esclarecimentos \nna biologia destas bactérias em humanos, existe pouco conhecimento do papel \ndestas bactérias quando são comensais ou quando causam doenças (KRAUSE \net al., 1982) . Este aspecto continua indefinido em algumas doenças humanas \nenvolvendo M. hominis, M. genitalium e U. urealyticum nos abortos espontâneos \ne neonatos de baixo peso ao nascer. M. penetrans, por sua vez, foi considerado \npossível cofator da AIDS. Clamídias e micoplasmas são os principais agentes \ndas UNG e são  encontrados com freq uência no trato urogenital de indivíduos \naparentemente saudáveis. O efeito de  um agente sobre o outro é também \ndesafiador ao conhecimento da biologia destas bactérias. As inter-relações entre \nas espécies podem ocorrer nos diferentes  contextos, como nas culturas \ncelulares, em estudos com modelos animais e na  situação clínica  (TAYLOR-\nROBINSON; JENSEN, 2011). \nApesar das dificuldades de se correlacionar o resultado do isolamento de \nmicoplasmas em amostras genitais e a etiologia de infecções no sítio anatômico, \na detecção destes microrganismos é de extrema importância. Esta relevância \nocorre por estes agentes estarem envolvido s em doenças como as vaginoses, \nuretrites e doença inflamatória pélvica considerndo-se os desconfortos gerados, \nas possíveis complicações consequentes destes distúrbios e a possibilidade de \ntransmissão sexual. Desta  forma, assumem papel importante ao constituir um \nproblema de saúde pública, que  necessita assistência médica adequada, \nsobretudo no tratamento, mesmo quando envolvidos em doenças consideradas \nde menor gravidade (AVELAR et al., 2007). \n \n2.1.1 Mycoplasma genitalium \n \nTully (1993) isolou pela primeira vez M. genitalium  a partir de duas \namostras de swab uretral de homens com U retrite Não Gonocócica (U NG). Na \n\n33 \n \nocasião, foi encontrado, nos esfregaços de amostra uretral, a presença de \nclamídia, Ureaplasma spp., M. hominis, e outro microrganismo que por vezes \nrevelava motilidade em forma espiral. Após inocularem as amostras em meio \nSP4, recuperaram em cultura este último microrganismo. \nQuanto à forma e estrutura celular, M. genitalium  predominantemente \napresenta-se em forma de “garrafa”  sendo a estrutura terminal envolvida na \nadesão às superfícies celulares (Figura 01).  Possui entre 0,6 e 0,7 µm no \ncomprimento, de 0 ,3 a 0,4 µm na largura da base e de 0,06 a 0,08 µm na \nextremidade. Ao microscópio eletrônico de transmissão, evidenciou-se também \na tripla camada na membrana  com 7,5 a 10 nm de largura sendo a camada \nintermediária mas eletrodensa em relação às demais. A estrutura terminal \npromove a motilidade por deslizamento e muitas cepas se movem por meio de \nmovimentos rotatórios em sentido horário. A velocidade de locomoção pode \nchegar a 0,1 µm/s (HAGGERTY; TAYLOR, 2011). \n \nFigura 1 – Célula de M. genitalium (G-37), não fixada e negativamente corada  \n(x 750 000). \n \n \nLegenda: A seta indica a porção terminal com a qual a célula adere às células hospedeiras.  \nFonte: Tully e Taylor-Robinson, 1981. \n \nM. genitalium é capaz de metabolizar glicose, c ontudo, não metaboliza \narginina ou ureia. Esta característica é utilizada na detecção em meio de cultura \numa vez que a diminuição do pH contribui na identificação. A temperatura ótima \nde crescimento é de 3 7 ºC, e as colônias se desenvolvem em atmosfera de \nnitrogênio com 5% de CO 2. Seu crescimento é inibido com a concentração de \n0,05% de acetato de tálio. Além disso, não produz fosfatase ou filme e manchas \n\n34 \n \nno ágar, no entan to, reduz tetrazólio anaerobica mente e sua colônia exibe \nhemadsorção com eritrócitos de carneiro “in vitro”. O conteúdo de G + C do DNA \né de 32,4 ± 1,0 %/mol. O genoma foi totalmente sequenciado por  Fraser et al., \n(1995), e com aproximadamente 600 Kb  esta espécie possui o menor genoma \nrelatado de um organismo capaz de autorreplicação. M. ge nitalium possui \nsemelhança genética de 98% com M. pneumoniae. A proteína de adesão MgPa, \né reconhecida por desempenhar papel fundament al na adsorção a eritrócitos, \ncélulas VERO e células epiteliais das trompas de falópio  (JENSEN, 2004;  \nJENSEN et al., 1991;  MOBLEY et al., 2012;  MOI; REINTON; MOGHADDAM, \n2009).  \nNos últimos anos tem aumentado o interesse em se entender melhor M. \ngenitalium. O documento mais recente do Centers for Disease Control and \nPrevention (CDC) sobre tratamento das ISTs, publicado em 2015, discute M. \ngenitalium sob a ótica de um problema emergente (WORKOWSKI et al., 2015). \nNos últimos anos, diferentes pesquisadores iniciaram-se estudos para \ncomprovar que M. genitalium é de fato uma nova IST (MUNOZ; GOJE, 2016;  \nSONNENBERG et al., 2015).  \nEmbora algumas das características clínicas e a cronologia da infecção \nainda não estejam esclarecidas, os homens mais infectados apresentam uretrite, \nmuitos com corrimento, enquanto as mulheres podem apresentar aumento de \nsintomas geniturinários co mo corrimento, uretrite e cervicite, ou podendo ser \nainda assintomática. Os dados sugerem que este organismo contribui para \nalguns casos DIP, infertilidade e complicações na gravidez, podendo ser \nclinicamente não reconhecido devido aos sinais e sintomas br andos \n(HAGGERTY; TAYLOR, 2011;  JENSEN, 2004;  WEINSTEIN; STILES, 2011) . \nEm mulheres, M. genitalium já foi detectado no endométrio de mulheres com \nDIP, nas tubas uterinas  (ASHSHI et al., 2015;  ROSS; JENSEN, 2006)  e na \ncavidade abdominal (GRZESKO et al., 2 009). Além disso, estudos sorológicos \nsugerem forte associação entre uma infecção passada por M. genitalium  e \ninfertilidade com fator tubário (ROSS; JENSEN, 2006). \n \n \n \n \n\n35 \n \n2.1.2 Mycoplasma hominis \n \nO primeiro relato do isolamento de micoplasma em humano foi em 1937. \nO microrganismo foi coletado em cultura pura, de um abscesso do duto das \nglândulas de Bartholin. Na época, não havia sistema de identificação fenotípica \ndas espécies de Mycoplasma. Contudo, acredita-se que tenha sido M. hominis \npelo fato de os isola dos descritos formarem colônias grandes e serem mais \ncomumente encontradas no trato genital. As colônias de M. hominis em ágar \napresentam a característica aparência de “ovo frito” com diâmetros de 0,2 a 0,3 \nµm (DIENES, 1939;  DIENES; EDSALL, 1937).  \nM. hominis foi a denominação proposta para cepas que cresceram em \nmeio semi -sólido, usualmente produzindo colônias granulares, com fraca e \nvariável redução de azul de metileno e alcalinização do meio caldo . A \nultraestrutura deste micoplasma apresentou membrana c elular trilaminar, \nribossomos, material nuclear, formação de filamentos curtos, ramificados, e \nespaçados indicando que sua reprodução ocorre por divisão binária.  Contudo, \nembora seja comum as formas em divisão terem tamanhos iguais, as células \nfilamentosas ocasionalmente atingem um comprimento até 30 µm, t alvez em \nresposta às condições de crescimento abaixo do ideal (KRAUSE et al., 1982).  \nA falta de enzimas para a glicólise neste micoplasma indica baixa eficácia \nna obtenção de energia. Considera-se que M. hominis obtém ATP suficiente da \nhidrólise da arginina e não da uréia pela via dihidrolase envolvendo as enzimas \narginina diaminase, ornitina carbamoiltransferase e carbamate kinase.  Uma \nsegunda via que envolve a geração de ATP a partir de ADP por meio de d uas \nenzimas, fosfato acetiltransferase e acetato kinase, também foi proposta. \nContudo, estudos mais recentes mostraram que a via não gerava como produto \nfinal AcetilCoA. De qualquer forma, a presença do gene que codifica a acetato \nkinase desempenha papel i mportante na produção de ATP em M. hominis. O  \nmicrorganismo não produz fosfatase ou “filmes e man chas” no ágar, reduz o \ntetrazólio ou digere gelatina e caseína. A produção de peróxido por M. hominis \né pequena, gerando apenas lise parcial de hemácias (alfa  hemólise). Contudo, \na produção de amônia faz elevar o pH do meio produzindo mudança da cor de \namarelo para rosa. Além disso, colônias de M. hominis  não são capazes de \n\n36 \n \nrealizar hemoadsorção (PEREYRE et al., 2009;  TAYLOR -ROBINSON et al., \n1981). \nO genoma da cepa PG21 de M. hominis possui um único cromossomo \ncircular com 665.445 bp com uma proporção de G + C de 27,1 %/mol. Contém \n537 possíveis sequências de DNA codificante e 14 pseudogenes. Um pequeno, \nmas completo, conjunto de 33 genes de tRNA foi  identificado. Não foram \nencontradas sequências de inserção, transposons ou plasmídios endógenos no \ngenoma. Todavia, como o relato se baseou em uma cepa padrão, é válido \nregistrar uma variação na proporção de G + C (27,3 a 33,7 %) e no tamanho do \ngenoma (630 a 750 pb). Por este motivo, as cepas de M. hominis apresentam \nconsiderável polimorfismo demonstrando heterogeneidade (PEREYRE et al., \n2009).  \nA patogênese de M. hominis envolve a adesão às células do hospedeiro \ncom evidências de que proteínas de membran a são as responsáveis por ist a \nfunção. Os danos provocados por enzimas de membrana como fosfolipase e \naminopeptidase ou pela produção de amônia também são fatores que \ncontribuem na patogênese. A colonização experimental do trato genital de \ncamundongos por M. hominis foi dependente do tratamento hormonal, sendo \nrecuperados os microrganismos da maioria dos animais tratados com estradiol \nquando comparado com o grupo não tratado. O tratamento com progesterona \nevidenciou proteção não sendo observada a colonizaçã o em animais tratados \n(TAYLOR-ROBINSON et al., 1981).  \nO fato de M. hominis  ser considerado parte da microbiota do trato \nurogenital dificulta a compreensão do seu papel nas doenças. Por exemplo, não \nfoi diretamente relacionado com eventos de aborto espontâ neo (FARHADIFAR \net al., 2016). Todavia, evidências indiretas refletem o seu potencial patogênico, \ncomo apresentado em diversos estudos. Embora M. hominis  ocorra com \nfrequência no trato geniturinário inferior, tem sido isolado do trato urogenital \nsuperior em pacientes com sintomas de infecção aguda e pielonefrite em \nhumanos. Quando se verificou que Gardnerella vaginalis não era o único agente \nresponsável pela vaginose bacteriana (VB), diversos pesquisadores começaram \na investigar o possível papel de M. hominis (BACZYNSKA et al., 2007;  GUPTA \net al., 2009;  GUVEN et al., 2007).  \n\n37 \n \nAtualmente, é aceita a participação de M. hominis na VB, mas o seu papel \nna doença ainda é desconhecido (COX et al., 2016) . De maneira semelhante, \ntambém há dúvidas sobre sua associação com casos de doença inflamatória \npélvica (DIP). Como existem indicações de que este tenha um papel patogênico \nprimário em alguns casos de DIP aguda, pa rece razoável aceitar que atue de \nforma importante em casos de infertilidade relacionados à doença tubária. \nContudo, esta participação ainda está pouco explicada. M. hominis também tem \nsido isolado do líquido amniótico de mulheres que apresentavam corioamnionite \ne subsequentemente abortaram, possibilitando, desta maneira, a associação \ndeste micoplasma com estes eventos. (BACZYNSKA et al., 2007;  GUPTA et al., \n2009;  GUVEN et al., 2007) . Além destes, relato recente de detecção em \namostras de tecido menstrual em mulheres gregas demonstra que a participação \ndestes em ca sos de infertilidade merecem ser  investigada (MICHOU et al., \n2014). \n \n2.1.3 Ureaplasma spp. \n \nOs ureaplasmas são microrganismos pleomórficos, com morfologia que \nvaria de acordo com a cepa, tempo de cultivo e  método de observação. \nDesprovidos de sistema de motilidade, são bactérias  microaerófilas com \ntemperatura ótima de crescimento de 37  ºC, mas podem crescer entre 22  ºC e \n42 ºC. Em meio sólido, produzem colônias de 15 a 60 μm, em pH ideal de 6,0. \nOs ureaplasmas obtém energia pela hidrolise da uréia . São encontrados com \nfrequência no trato urogenital e respiratório de humanos e animais (BERGEY’S, \n2010). \nUreaplasma urealyticum foi inicialmente dividido em dois biova res, com \n14 sorovares. Em seguida, foi reclassificado como duas espécies distintas, U. \nparvum (biovar 1) e U. urealyticum (biovar 2). A proposta baseou-se no tamanho \ndo genoma, nas sequências dos genes 16S rRNA, da região intergênica do 16S-\n23S rRNA, polimorfismos enzimáticos, hibridação DNA -DNA, crescimento \ndiferencial em resposta ao manganês, subunidades do gene urease e região \nterminal 5’ do antígeno múltiplas-bandas (MBA) (BLANCHARD, 1990;  KONG et \nal., 2000;  TENG et al., 1994). Assim, os sorovares foram divididos de modo que \nos tipos 1, 3, 6 e 14 foram relacionados à U. parvum e os sorovares, 2, 4, 5, 7, \n\n38 \n \n8, 9, 10, 11, 12 e 13 à U. urealyticum (ABELE-HORN et al., 1996;  ROBERTSON \net al., 2002;  XIAO et al., 2010). \nCapazes de colonizar o trato urogenital de pessoas saudáveis, foram \nincluídos, anda assim,  dentre os agentes infecciosos causadores de doenças \nurogenitais em humanos. Mesmo assim, a infecção e a distribuição  destes \nmicrorganismos nos diferentes  grupos populacionais podem variar em relação \ncom vários fatores como idade, raça/cor, estado hormonal, bem como o número \nde parceiros sexuais da vida (ABELE-HORN et al., 1996; CORDOVA; CUNHA, \n2002; POVLSEN; THORSEN; LIND, 2001; VERTERAMO et al., 2013). \nO U. parvum é a espécie mais comumente isolada de amostras clínicas, \nespecialmente em mulheres grávidas. U. urealyticum  foi isolado com maior \nfrequência em mulheres que tiveram parto prematuro com o diagnóstico clínico \nde VB, mulheres com aborto espontâneo e mulheres com DIP. Algumas \namostras genitais podem conter cepas pertencentes a ambos os biovares (XIAO \net al., 2011) . O diagnóstico clínico da infecção g enital por ureaplasma é \ncomplicado de ser estabelecido, uma vez que não existe m sintomas \ncaracterísticos da infecção e por esses microrganismos geralmente não estarem \nenvolvidos com patologias multicausais (WAITES et al., 2009).  \nAs duas espécies de ureaplasma estão associadas a quadros de uretrite \nnão-gonocócica e não -clamidial (BAKA et al., 2009) , DIP , endometrite, \ninfertilidade e às condições que podem afetar a gestação, o desenvolvimento do \nfeto e do recém -nascido. Contribuem para o trabalho de parto pr ematuro, a \ncorioamnionite espontânea, aborto espontâneo, prematuridade e baixo peso ao \nnascer. O recém -nascido exposto  aos ureaplasmas  pode desenvolver \npneumonia, meningite, bacteremia, abscessos e displasia  broncopulmonar \n(SUNG, 2010;  XIAO et al., 2010). \nUreaplasmas podem ser isolados da superfície mucosa vaginal ou cérvice \nde 40 a 80% de mulheres saudáveis sexualmente ativas. A infecção é transmitida \npor contato sexual, ou pode ocorrer de forma vertical por passagem \ntransplacentária, e no momento do parto (WAITES et al., 2009). Ureaplasma spp. \njá foram  isolados de recém -nascidos de mães com membranas amnióticas \níntegras e parto cesáreo, indicando transmissão transplacen tária (WAITES; \nKATZ; SCHELONKA, 2005) . A ocorrência no trato urogenital de homens \nsaudáveis é de cerca de 20 a 29% (KONG et al., 2000;  XIAO et al., 2010). \n\n39 \n \nA amônia, liberada pela hidrólise da uréia, pela urease dos ureaplasmas, \npode ser considerada um fator de virulência, que provavelmente interfere nos \ntecidos adjacentes aos ureaplasm as. Outro fator de virulência é a atividade de \nfosfolipase A1, A2 e C. Quando a infecção atinge a placenta, as fosfolipases \ndisparam a produção de ácido araquidônico livre. Isto pode ativar a síntese de \nprostaglandinas e, possivelmente, induzir o parto prematuro (DE SILVA; QUINN, \n1999).  \nO possível papel dos ureaplasmas  nas doenças genitais em doenças do \ntrato reprodutivo feminino, na gravidez ou causando infertilidade tem sido \ndicutido desde 1970 e ainda não há justificativas claras para muitas perguntas. \nA associação inicial com a infertilidade ocorreu após o cultivo destas bactérias \ndo trato genital inferior, mais comumente em casais inférteis. Estes achados não \nforam encontrados de forma consistente em investigações subsequentes. \nCulturas de tecido endom etrial obtidos por laparoscopia também têm \ndemonstrado que os ureaplasmas podem ser isolados, com maior frequência, de \nmulheres inférteis (WAITES et al., 2005). \n \n2.2 Outros microrganismos de importância ginecológica \n \n2.2.1 Papilomavírus humano (HPV) \n \nO Papilomavírus Humano (HPV) é um vírus de DNA circular de duplo \nfilamento e diâmetro variando de 52 - 55 nm. Com genoma é envolvido pelas \nhistonas H2a, H2b, H3 e H4,  forma complexo contido no capsídeo , o qual \napresenta simetria icosaédrica composto por 72 c apsômeros pentaméricos  \n(BAKER et al., 1991; CHEN et al., 2000). O genoma possui oito fases abertas de \nleitura (Open Reading Frames – ORFs), divididas em precoces (E-early) e tardias \n(L-late), e uma região não codificadora LCR ( Long Control  Region), com \nelementos regulatórios e sítios de ligações para fatores de transcrição viral. As \nORFs precoces (E1, E2, E4, E5, E6 e E7) codificam proteínas não estruturais, e \nas tardias (L1 e L2) codificam as proteínas do capsídeo (FEHRMANN; LAIMINS, \n2003). \nOs HPVs podem ser classificados de acordo com sua capacidade de gerar \nneoplasias, enquadrando-se em HPV de baixo e alto risco oncogênico. Os de \n\n40 \n \nbaixo risco  (HPV-6, 11, 40, 42, 43, 44, 55 ) estão relacionados com o \ndesenvolvimento de verrugas e lesões de baixo grau. Os de alto risco (HPV-16, \n18, 31, 33, 35, 39, 45, 51, 52, 56, 58 e 59) são associados com o câncer cervical \n(IARC, 2012). \nO Dr. George Papanicolaou  fez um dos primeiros relatos de lesões no \ncolo do útero (THOMS, 1943). Ao longo dos anos, pesquisadores \ncorrelacionaram o aparecimento  de lesões ao HPV e, atualmente, estudos \nepidemiológicos trazem evidências de que HPV é fator necessário mas não \nsuficiente para o desenvolvimento do  câncer cervical (INCA, 2014;  MS/INCA, \n2002). O câncer cervical é o sexto tipo mais comum de câncer na população e o \nsegundo mais comum dentre as mulheres. No Brasil, estima -se que ocorram \nvinte mil novos casos de câncer cervical por ano (AYRES; SILVA, 2010).  \nO ciclo de infecção do HPV é dependente da diferenciação das células \nhospedeiras infectadas e da replicação das proteínas celulares (Figura 02)  \n(GALLOWAY; LAIMINS, 2015). No ciclo de vida normal, as células filhas geradas \nna camada basal param de se dividir e se diferenciam, produzindo queratina. \nNas camadas mais externas do epi télio, as células perdem a atividade \nmetabólica. No caso das células da camada basal infectadas com HPV, a divisão \ncelular não para devido à ação das proteínas virais para permitir a replicação \nviral (FEHRMANN; LAIMINS, 2003) . Quando as células epiteliais iniciam a \ndiferenciação, a região promotora tardia do vírus é ativada levando à expressão \nde genes tardios. Esta cadeia de eventos permitem o aumento e replicação do \ngenoma dos vírus. Por fim, nas camadas superiores, os genomas colocados nos \ncapsídeos, finalizando a formação da partícula viral com potencial de infectar \nnovas células (HEBNER; LAIMINS, 2006). \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n\n41 \n \nFigura 2 – Dependente ciclo de vida do Papilomavírus humano \n \n \nLegenda: HPV estabelece infecção persistente nas camadas basais do epitélio celular. A \nreplicação ou amplificação ocorre sob diferenciação nas camadas suprabasais.  \nFonte: Adaptado de Galloway e Laimins (2015).  \n \nA resposta imune adquirida é mediada pela c ombinação de mecanismos \nhumorais (anticorpos) e celulares . A resposta imune celular é dependente e \ncoordenada pela ação de diferentes citocinas como (Fator de Necrose Tumoral \n– alfa) TNF-α, (Interleucina 1) IL -1, IL-6, interferons, dentre outras, produzida s \nem diversas etapas. Essas citocinas podem ser liberadas por diversas células, \ncomo linfócitos T, macrófagos, mastócitos, queratinócitos e células natural killers \n(NK). A ação conjunta entre as citocinas bem como das células ativadas \ncontribuem na contenção das infecções virais (KUPPER; FUHLBRIGGE, 2004). \nNeste contexto, TGF-β e TNF-α são potentes inibidores da proliferação de \nqueratinócitos, desempenhando um papel importante no controle do crescimento \ndessas células. Além disso, TNF-α apresenta atividade antitumoral e \nantiproliferativa que pode ser um evento importante na regressão de lesões e \ntumores induzidos pela infeção persistente por HPV (KYO et al., 1994). \nO HPV apresenta diferentes mecanismos de evasão da  reposta imune. \nIntrinsecamente a intracelularidade viral dificulta a eficácia da resposta imune do \nhospedeiro. Isso torna-os inacessíveis às células do sistema imune. Assim, os \nanticorpos são importantes na  resposta imune prévia, impedindo a entrada do \nvírus em novas células  e na liberação de partículas das células já infectadas. \n\n42 \n \nComo a infecção por HPV não apresenta característica citolíticas, não ocorre o \nrecrutamento de resposta inflamatória  satisfatória. Além deste mecanismo, \nproteínas do HPV podem desregular fatores relacionados à montagem da \nresposta imune. Isso pode ocorrer ao atuarem na maquinaria de processamento \nde peptídeos pelo complexo maior de histocompatibilidade (MHC) ou ainda, ao \nreprimir a e xpressão da cadeia pesada do MHC de cla sse 1, impedindo a \nresposta a resposta imune ef icaz (KANODIA; FAHEY; KAST, 2007) . Por fim, \nHPV pode interferir nas atividades de IL -1 e IL -6, além da atividade \nantiproliferativa e antitumoral de TNF -α sendo esta uma p eça chave na \npatogênese do vírus no câncer cervical (BOCCARDO et al., 2004; BOCCARDO \net al., 2010). \n \n2.2.2 Neisseria gonorrhoeae \n \nO médico alemão Albert Neisser foi o primeiro a descrever a N. \ngonorrhoeae em 1879. Neisserias são cocos gram-negativos, aeróbios, com 0,6 \na 1,0 µm de diâmetro e dispostas em pares (diplococos) com os lados adjacentes \ne achatados. São móveis, possuem pili, não formam esporos, são oxidase e \ncatalase positivas . A espécie N. gonorrhoeae utiliza a gli cose como fonte de \ncarboidrato por meio da oxidação, exige meios complexos para o crescimento, \nsendo prejudicado pela exposição à baixa umidade e/ou a ácidos graxos. Todas \nas cepas de N. gonorrhoeae necessitam de cistina e fonte de energia (ex. \nglicose, piruvato ou lactato) para o crescimento. M uitas cepas necessitam da \nadição de suplementos como aminoácidos, purinas, pirimidinas e vitaminas. A \ntemperatura ótima de crescimento é de 35  ⁰C a 37 ⁰C, sendo sensível a \ntemperaturas mais baixais. Requer ou se beneficia de atmosfera úmida com 5% \nde CO2 para o crescimento produzindo colônias de diferentes tamanhos, opacas \nou transparentes. A natureza fastidiosa da espécie dificulta o isolamento em \nespécimes clínicos; no entanto, a bactéria é facilment e transmitida pelo contato \nsexual. N. gonorrhoeae apresenta diversos fatores de virulência como as \nproteínas de membrana externa Por, Opa e Rmp responsáveis por promover a \nsobrevivência, mediar adesão às célula do hospedeiro e proteger, indiretamente, \nde antígenos, de superfície respectivamente. A variação antigênica da pilina e \ndiferenças antigênicas observadas na proteína PorB fazem com que o indivíduo \n\n43 \n \nsofra reinfecções e inviabiliz am o desenvolvimento de vacinas  (BHALLA et al., \n2007;  BIGNELL; UNEMO; EUROPEAN, 2013;  CHEN et al., 2013). \nNeisseria gonorrhoeae, é o agente etiológico da gonorreia ou blenorragia \nem humanos, uma infecção  sexualmente transmissível (IST) (WIESNER; \nTHOMPSON, 1980). Pode ser transmitida por meio do sexo urogenital, anorretal \nou oral desprotegido (KOEDIJK et al., 2012). Podem atacar as mucosas de sítios \nanatômicos como: trato geniturinário, olhos, reto e  garganta, causando \nsupuração aguda que pode levar à invasão tecidual. Em hom ens, geralmente \nocorre uretrite,  com pu s de aspecto cremoso e amarelado , além de micção \ndolorosa, entretanto, a infecção uretral pode ser ainda assintomática. Em \nmulheres, a infecção primária é observada na endocérvice e estende-se à uretra \ne à vagina, resultando em corrimento mucopurulento. Pode ainda progredir para \nas tubas uterinas, causando salpingite, fibrose e obliteração das tubas. A oftalmia \nneonatal caracterizada por infecção ocular purulenta pode ocorrer em recém-\nnascido após o parto (ASHSHI et al., 2015;  FASTRING et al., 2014;  GUY et al., \n2014). \nEm 2008, a Organização Mundial da Saúde (OMS) estimou que 106 \nmilhões de casos de gonorreia entre adultos em todo o mundo. Contudo, é válido \nressaltar que em diversos países o número é subnotificado por não ser um \nagravo de notificação, como no Brasil (UNEMO; SHAFER, 2014) . Atualmente, \nchama a atenção não apenas o número crescente de novos casos de gonorreia \npelo mundo, mas também, o aumento da resistência antibiótica apresentada por \nestes (GRAD et al., 2016; UNEMO; SHAFER , 2014) . Diante desta situação \npreocupante, planos de controle da disseminação e do impacto da resistência \nantibiótica tem sido proposto pela OMS (WORKOWSKI et al., 2015). \n \n2.3 Endometriose \n \nA endometriose é uma desordem ginecológica crônica comum, benigna, \nestrógeno-dependente e associada a dor pélvica e infertilidade (ACIEN; \nVELASCO, 2013; GIUDICE; KAO, 2004) . É caracterizada pela presença de \ntecido endometrial  fora do útero  – principalmente no peritônio pélvico, mas \ntambém nos ovários e no septo retovagi nal, e mais raramente no pericárdio, \npleura e no cérebro (GIUDICE; KAO, 2004). Acomete aproximadamente 10-15% \n\n44 \n \ndas mulheres em idade reprodutiva e  30-50% das mulheres inférteis (ACIEN; \nVELASCO, 2013;  ESKENAZI; WARNER, 1997). \nA endometriose é responsável so zinha por mais de 100.000 \nhisterectomias por ano nos Estados Unidos. Os custos anuais em saúde \natribuídos à doença chegam a mais de 1 bilhão de dólares por ano.  Diante de \ntal cenário, a endometriose pode ser entendida como uma “doença social” pois \nafeta a qualidade de vida e a reprodução. Além disso, representa não apenas \ncustos para o diagnóstico e o tratamento, mas também, por seu impacto \nsocioeconômico ao diminuir a produtividade das pacientes (SIGNORILE; BALDI, \n2010).  \n \n2.3.1 Quadro Clínico \n \n O quadro clínico da  paciente com endometriose é bastante variável. \nAlgumas pacientes portadoras de endometriose podem ser assintomáticas, no \nentanto, a maioria apresenta queixas clínicas em diferentes intensidades, como \ndismenorreia, dor pélvica crônica, infertilid ade, dispareunia de profundidade, \nsintomas intestinais e urinários cíclicos como dor ou sangramento ao \nevacuar/urinar durante o período menstrual  e fadiga crônica (BELLELIS et al., \n2010; NACUL; SPRITZER, 2010) . Dentre outros fatores, a eventual \ninespecificidade do quadro clínico e a falta de correlação entre sintomas e \ngravidade da doença podem explicar a demora no diagnóstico da endometriose \n(BELLELIS et al., 2011) . Relatos indicam que a demora no diagnóstico pode \nchegar, na média, a 11 anos devido, princi palmente à variação dos sinais e \nsintomas e a confusão com outras desordens. Neste contexto, o padrão outro \npara o diagnóstico da doença pélvica ainda é o procedimento cirúrgico - \nlaparoscopia ou laparotomia (GIUDICE; KAO, 2004).  Contudo, é válido ressaltar \nque Abrão et al. , (2007), ao avaliarem a acurácia da ultrassonografia pélvica \ntransvaginal, como método diagnóstico, demonstraram sensibilidade de 94% e \nespecificidade de 98% na identificação de focos de endometriose profunda. \nNeste exame, se não forem observadas lesões, a paciente pode não ter \nendometriose ou ter doença inicial não -infiltrativa. Uma ferramenta útil para \navaliar a severidade dos sintomas é a escala analógica visual da dor a qual é \n\n45 \n \ngraduada de zero a 10 para mensurar a dor referida nos si ntomas mais \ncomumente associados à endometriose (ACIEN; VELASCO, 2013). \n    \n2.3.2 Epidemiologia da Endometriose \n \n Os avanços na epidemiologia da endometriose foram durante muito \ntempo mascarados por outras doenças e por problemas metodológicos \nrelacionados à definição e seleção do grupo controle. Apesar disso, um perfil \nmais bem definido da epidemiologia tem emergido nas últimas décadas. Estima-\nse que a prevalência chegue a 10% na população em geral. Neste contexto, tem-\nse uma impressão clínica de que a raç a/cor preta tem taxas menores de \nendometriose e os orientais (raça/cor amarela) tem taxas maiores que a raça/cor \nbranca. Além destes, uma variedade de fatores de risco para endometriose tem \nsido descrita. Mulheres com endometriose podem ser mais altas e mais magras. \nFatores menstruais podem incluir dismenorreia, menarca precoce (≤ 11 anos) e \nciclos menstruais mais curtos (≤ 27 dias). Fatores ligados do estilo de vida, \nassociados ao risco diminuído como o tabagismo e exercícios e associados ao \nrisco aumentado como cafeína, etilismo, Índice de Massa Corporal (IMC). Por \nfim, a idade (> 30 anos), nuliparidade ou reduzida paridade e a história familiar \ncomo fatores de risco para a doença (ABRÃO et al., 2007; CRAMER; MISSMER, \n2002; OZKAN; MURK; ARICI, 2008; PARAZZINI et al., 2016). \n \n2.3.3 Classificação da endometriose \n \n A endometriose pode ser classificada de acordo com o tipo histológico dos \nimplantes, com a localização anatômica da doença – peritoneal, ovariana ou \nprofunda – ou pela extensão da doença sobre os órgãos pélvicos. Além destas, \na classificação mais utilizada atualmente é a da American Society of \nReproductive Medicine (ASRM) – revisada em 1996. A classificação gradua a \nendometriose em mínima (Estádio I), leve (Estadio II), moderada (Estadio III) ou \ngrave (Estadio IV) pela extensão da doença no peritônio e ovários, bem como \npela presença de aderências tubo -ovarianas e bloqueio do fundo de saco de \nDouglas. Essa classificação, embora tenha limitações, é bastante útil na \n\n46 \n \norientação do tratamento pós -cirúrgico, especialmente quando a queixa da \npaciente é a infertilidade.  \nA classificação histológica da endometriose proposta por Abrão et al.,  \n(2003) baseia-se em quatro padrões morfológicos: (1) Padrão estromal: \npresença de estroma morfologicamente similar ao do endométrio tópico em \nqualquer fase do ciclo; (2) Padrão glandular bem diferenciada: presença de \nepitélio superficial ou constituindo espaços glandulares ou císticos, composto por \ncélulas epiteliais com morfologia indistinguível dos endométrios tópicos nas \ndiferentes fases do ciclo menstrual; (3) Padrão glandular indiferenciado: \npresença de epitélio superficial ou constituindo espaços glandulares ou císticos, \nsem características morfológicas vistas no epitélio endometrial tópico; (4) Padrão \nglandular misto de diferenciação: presença, na mesma localização, de epitélios \ncom padrão bem diferenciado e indiferenciado (Figura 3).  \n \nFigura 3 – Padrões histológicos da endometriose \n \n       \n  \nLegenda: a. Foco de endometriose estromal em meio fibrose (Hematoxilina eosina, HE – 100x); \nb. Foco de endometriose, padrões estromal e glandular bem diferenciado (HE – 400x); c. \nEndometriose de padrões est romal e glandular indiferenciado (HE – 400x); d. Endometriose de \npadrões estromal e glandular misto de diferenciação (HE – 100x). \nAdaptado de: Podgaec, 2006 \n \n \n \n \n\n47 \n \n2.3.4 Teorias da Endometriose \n  \nDiferentes teorias têm sido propostas para explicar a endometriose. \nDentre estas estão: (1) Teoria da metaplasia celômica (Teoria de Mayer); (2) \nTeoria da Implantação de Sampson (crescimento do endométrio após a \nmenstruação retrógrada) e (3) Teoria da Indução. A teoria de Mayer propõe que \na endometriose se estabeleça por meio da transformação celular hormônio -\ndependente das células peritoneais em células do tipo Mulleriano. De acordo \ncom a teoria da implantação, no fenômeno da menstruação retrógrada o tecid o \nendometrial fluiria através das tubas de falópio até alcançar a cavidade \nperitoneal. Ao alcançar este sítio anatômico o tecido endometrial pode se \nimplantar e crescer. Finalmente, a teoria da indução é uma combinação das duas \nprimeiras teorias e propõe q ue fatores biomecânicos e imunológicos induzem \ncélulas indiferenciadas para diferenciadas em tecido endometrial (AUGOULEA \net al., 2012;  SAMPSON, 1927;  VINATIER et al., 2001). \nNeste contexto, a teoria da menstruação retrógrada (Teoria de Sampson) \né a mais  aceita para explicar a patogênese da endometriose  (SIGNORILE; \nBALDI, 2010). Diversos pontos argumentam a favor desta teoria: (1) o refluxo de \ncélulas endometriais durante a menstruação é um fenômeno quase universal \nquando as tubas uterinas são saudáveis; (2) a localização das lesões de \nendometriose ocorrem na maioria das vezes próximos da extremidade das tubas \nuterinas; (3) As células endometriais expressam adesinas e integrinas em sua \nsuperfície permitindo sua adesão ao peritônio; (4) o endométrio produz fatores \nangiogênicos essenciais para a neovascularização local (VINATIER et al., 2001). \nContudo, é possível afirmar que a endometriose é uma doença multifatorial com \ncaracterísticas multifacetadas e, portanto, todas as teorias sobre a sua patogenia \ndevem s er complementares uma à outra, não sendo mutuamente exclusivas  \n(BELLELIS et al., 2011; SIGNORILE; BALDI, 2010) . Diferentes aspectos da \ndoença continuam sendo alvo de pesquisa, destacando -se a busca pela \netiopatogenia, tendo em vista que ao se entender o mo tivo do desenvolvimento \ndo foco de endometriose seria possível direcionar esforços para melhorar o \ndiagnóstico e tratamento (BELLELIS et al., 2011;  SIGNORILE; BALDI, 2010).  \n \n \n\n48 \n \n2.3.5 Sistema imune e endometriose \n \nA teoria da menstruação retrógrada explica a maior parte dos fenômenos \nassociados à patogênese da doença. Contudo, se este é um fenômeno comum \ne que ocorre na maior parte das mulheres por que apenas cerca de 10% \ndesenvolve a doença? Duas hipóteses para a progressão da doença foram \npostuladas: (1) A nomalias intrínsecas do endométrio eutópico desenvolve \nresistência à eliminação pelas células imunes peritoneais e (2) a doença é uma \nconsequência da função alterada de macrófagos e células natural killer (NK), as \nquais são incapazes de eliminar os implant es endometrióticos. A relação entre \nestas duas hipóteses não está clara; estas são provavelmente interdependentes \n(ACIEN; VELASCO, 2013;  KRALICKOVA; VETVICKA, 2015).  \nO sistema imune pode desempenhar papel importante na iniciação e \nprogressão da doença. Em particular, linfócitos T e B e células Natural Killer (NK) \nparecem desempenhar um papel essencial na rejeição ou não do processo de \nsobrevivência, implantação, e proliferação do endométrio ectópico (OLOVSSON, \n2011). Estudos têm mostrado uma atividade red uzida de células T CD8+ e NK, \nsecreção de citocinas por células T auxiliares, e produção de auto-anticorpos por \nlinfócitos B em mulheres com endometriose (BERBIC; FRASER, 2011;  OSUGA \net al., 2011; SIKORA; MIELCZAREK -PALACZ; KONDERA -ANASZ, 2011) . \nContudo, em outro estudo recente realizado por Dias et al., (2012) com mulheres \nbrasileiras, foi observada alta porcentagem de células NK no sangue periférico \ncom endometriose profunda (estágios III e IV), ampliando o debate sobre o \nassunto quando em discordância com outros dados da literatura. Além disto, tem \nsido demonstrado que as interações imuno -endócrinas dos indivíduos podem \nestar envolvidas na patogênese da endometriose (OLOVSSON, 2011). \nNeste contexto, a maioria dos estudos indicam que as células NK \nperiféricas e as não periféricas apresentam baixa citotoxicidade nas mulheres \ncom endometriose. Estas células aumentam a expressão de receptores \ninibidores de morte. Estes receptores interagem  com HLA -1 de potenciais \ncélulas-alvo e sofrem a supressão de sua atividade.  A atividade dos linfócitos T \ntambém está diminuída devido a ativação dos mecanismos de apoptose via Fas-\nFasL expresso por células endometrióticas e o alto nível da mesma molécula n \nforma solúvel (HERINGTON et al., 2011).  \n\n49 \n \nCom a função celular do sistema imune deficiente, a produção de citocinas \ne quimiocinas por diferentes células podem favorecer a progressão da doença \nem detrimento da prevenção. Neste contexto, IL -1 apresenta resu ltados \nconflitantes quando comparados grupos com e sem endometriose. IL-6, por sua \nvez, pode estar aumentada no soro e ser produzida por células estromais do \nendométrio em resposta a hormônios e a ativadores imune como IL -1α ou β, \nTNF-α ou β e IFN-γ. A Interleucina 8 (IL-8) pode desempenhar papel crucial no \ncrescimento da endometriose por ser uma potente angiogênica. MCP -1 \n(Monocyte Chemotactic Agent) é produzida por várias células e estimula \nmacrófagos maduros a secretarem fatores de crescimento e citocina s que \npromovem a proliferação de células endometriais. A MCP -1 apresenta alta \nconcentração no fluido peritoneal e está relacionada com a severidade da \ndoença. RANTES, potente quimioatrator para monócitos, macrófagos e linfócitos \nT, in vitro , foi secretado em maior quantidade por endometriomas quando \ncomparado a células normais do endométrio. Alguns autores têm demonstrado \nque TNF -α tem concentrações elevadas no soro e no fluido peritoneal de \npaciente com EDT e que as concentrações encontradas se correlacion am com \na severidade da doença (HERINGTON et al., 2011).  \nCitocinas, como IL-12 podem apresentar-se em níveis elevados no líquido \nperitoneal de pacientes com endometriose em estágios mais avançados, quando \ncomparado com mulheres em estágios iniciais. Isto s ugere uma modulação do \nperfil Th1 de resposta imunológica, ou seja, pode interferir diretamente no \ndesenvolvimento da endometriose (FAIRBANKS et al., 2009) . Outros trabalhos \nsugerem que quando dados clínicos específicos associam -se a uma produção \nelevada de certas citocinas, ocorre um padrão de resposta Th1 que pode estar \nassociado à endometriose profunda  (PODGAEC et al., 2010). Contudo, apesar \nda predominância de um perfil de resposta celular Th1, existem indícios da \nmudança de perfil para uma reposta humo ral devido uma alta produção de \ncitocinas do perfil Th2 em mulheres com endometriose (PODGAEC et al., 2007). \n \n2.3.6 Microrganismos patogênicos e endometriose \n \nCrescente número de evidências sugere que fatores genéticos e de estilo \nde vida, exposições ambientais, idade, dentre outras características podem ter \n\n50 \n \num papel importante nos mecanismos etiopatogênicos da endometriose (OZKAN \net al., 2008) . Embora 70 a 90% das mulheres apresentem menstruação \nretrógrada, apenas uma minoria irá desenvolver a doença. Isso sugere que \noutros fatores – genéticos, hormonais ou ambientais – poderiam determinar uma \nmaior suscetibilidade para desenvolver a doença (BELLELIS et al., 201 1;  \nSTEFANSSON et al., 2002).  \nRecentemente, tem aumentado o interesse de diferentes pesquisadores \nem explorar a relação entre a patogênese da endometriose e a possível \nparticipação de microrganismos neste complexo processo (KHAN et al., 2010; \nKHAN et al., 2014; KHAN et al., 2015; KHAN et al., 2016 ; KOBAYASHI et al., \n2014). Nos últimos anos, hipóteses que propõe uma teoria infecciosa como fator \nassociado à etiopatogênese da endometriose foram propostas. O primeiro \ntrabalho a sugerir tal relação foi publicado por Kodati et al., (2008). Neste estudo, \nos autores isolaram RNAm de tecidos eutópicos e ectópicos de casos \nconfirmados de endometriose. Realizaram então PCR por transcriptase reversa \nutilizando sete diferentes conjuntos de primers arbitrário s e obtiveram ao final \napenas uma única banda em tecido endometriótico eutópico. Após \nsequenciamento, o material foi colocado na plataforma BLAST e a sequência \nencontrada revelou uma região de 60/65pb correspondendo a 96% de homologia \ncom DNA de Shigella. Com o resultado os autores sugeriram nova possibilidade \npara a etiologia da endometriose. Neste caso, a bactéria não -móvel passaria \nentre as células do cólon por meio do mecanismo único chamado polimerização \nF-actina, alcançando a lâmina própria da mucosa do cólon. Os autores cogitaram \nque pelo mesmo mecanismo a bactéria possa chegar à corrente sanguínea ou \nainda percorrer através da parede do cólon e, assim, alcançar a superfície \nperitoneal externa do cólon, a qual está em proximidade com o fundo de saco de \nDouglas. Os autores também propuseram que a reação peritoneal a esta invasão \nbacteriana possa ser similar a qualquer resposta antigênica do sistema imune do \nhospedeiro. O resultado deste processo seria a ativação de macrófagos e \nprodução de citocinas características da resposta à inflamação aguda. As células \nendometriais que são extravasadas durante a menstruação retrógrada no fundo \nde saco de Douglas ade ririam à superfície peritoneal e ovariana sob influência \ndos hormônios circulantes, progredindo para e ndometriose por meio da \nangiogênese. Por fim, os autores postulam que Shigella ou microrganismos \n\n51 \n \nsimilares a Shigella possam ser o gatilho para as mudanças imunológicas no \nperitônio pélvico as quais iniciam a etiogênese da endometriose. \nAlém da já conhecid a teoria da implantação descrita por Sampson, \nVestergaard et al. , (2010) também sugeriram que fatores adicionais que \naumentem a susceptibilidade à endometriose devam existir e, neste contexto, \nfatores imunológicos isolados ou em associação com infecção viral possam estar \nenvolvidos. Os autores analisaram a prevalência de HPV em 52 mulheres. \nDestas, no grupo caso (n =32) foram incluídas mulheres com endometriose \n(lesões eutópicas e ectópicas). No grupo controle (n =20), mulheres sem \nendometriose e que fizera m histerectomia. Esfregaços do colo do útero de \nambos os grupos e amostras de tecido ectópico e eutópico foram analisados \npara a presença de HPV por meio da PCR convencional. Os autores observaram \nque 3% das mulheres com endometriose foram PCR -positiva para HPV e que \n10% das mulheres sem endometriose foram PCR -positivas para HPV. Não \nhouve diferença estatisticamente significante entre os grupos (p = 0.33). O uso \nda PCR convencional para detecção do HPV pode ter contribuído para a baixa \nprevalência encontrad a o que certamente compromete uma análise mais \nconsistente.  \nOutro microrganismo de interesse genital também tem sido relacionado \ncom endometriose seria a C. trachomatis. Gazvani et al., (2011) citando dados \nde trabalho próprio , ainda não publicado, reportaram alta prevalência de \nanticorpos no líquido intraperitoneal e no soro para C. trachomatis em mulheres \ncom endometriose (38%) quando comparado com controles (19%). Baseado \nnesta observação, estes autores lançaram a hipótese de  que a  C. \ntrachomatis poderia estar envolvida na patogênese da endometriose. Estes \nautores acreditam que a presença da  C. trachomatis, ao induzir uma resposta \ninflamatória no hospedeiro, poderia gerar um ambiente favorável à gênese da \nendometriose, se não em todos, pelo menos em alguns casos.  \nOs trabalhos realizados por Gazvani et al., (2011),  Kodati et al., (2008) e  \nVestergaard et al., (2010), apesar de introduzirem a problemática, não oferecem \nbases mais sólidas de observação. Sobretudo pois não são encontradas \ncontinuidades dos trabalhos na literatura. Nesse contexto, os trabalhos \npublicados nos últimos 6 anos por Khan et al., (2010); Khan et al., (2014); Khan \net al. , (2015) e Khan et al. , (2016) demonstram de forma mais consistente o \n\n52 \n \npropósito de se avaliar quais as implicações provocadas pelos microrganismos \nno contexto da endometriose.  \nO trato genital inferior está exposto à colonização por vários microrganismos, \nos quais podem ascender e infectar o trato genital superior por meio da migração \n(DEB et al., 2004; LARSEN; GALASK, 1980;  WIRA et al., 2005). Com base nesta \nideia a “teoria da contaminação bacteriana ou infecciosa” emergiu propondo que \na ativação bacteriana via LPS/TLR -4 podem levar à inflamação pélvica em \nendometriose, aumentando lesões e sintomas  (KHAN et al., 2010) . Neste \ntrabalho, estes autores encontraram altas concentrações de Escherichia coli , \nGardnerella sp., alpha-Streptococcus e Enterococci em amostras de endométrio \nde mulheres com endometriose, e subsequente alto nível de endotoxina.  \nEm outro estudo, Khan et al. , (2014) avaliaram o risco colonização \nintrauterina e concorrente ocorrência de endometrite em mulheres  com \nendometriose. Amostras de muco vaginal e endométrio foram coletadas de \nmulheres com e sem endometriose. Foi observado aumento da colonização \nintrauterina e concorrente endometrite em mulheres com endometriose, sendo \nainda maior naquelas mulheres que f oram tratadas previamente com agonista \nde GnRH (GnRHa). Os achados sugerem uma alta propensão à endometrite \napós o tratamento hormonal, bem como uma infecção subclínica.  \nNeste contexto, em seu trabalho mais recente, Khan et al. , (2016) \nreforçam o argument o de que microrganismos presentes na cavidade uterina \npodem levar a uma infecção subclínica no ambiente intrauterino e no \nendometriomas de ovário. Estes autores propõem como possível explicação \npara seus achados que a menstruação retrógrada seja o fenômeno que permitiu \ncarrear microrganismos até os ovários.  \nMicrorganismos intrauterinos podem ser críticos na iniciação da \nendometriose. A ativação inicial dos receptores de reconhecimento de \npatógenos (RRP) por estímulo microbiano resulta na ativação de vias p ró-\ninflamatórias e da imunidade inata. Somado à resposta a vários padrões \nmoleculares associados a patógenos (PAMPs), os receptores Toll-like também \nreconhecem um amplo leque de padrões moleculares associados a danos \n(DAMPs). A expressão aumentada dos níve is de DAMPs pode estar envolvido \nem um subsequente processo de transcrição nuclear dependente do fator -kβ \n(KOBAYASHI et al., 2014).  \n\n53 \n \n3 OBJETIVOS \n \n3.1 Objetivo geral \n \n Detectar a presença de Mollicutes (M. genitalium , M. hominis , U. \nurealyticum e U. parvum), Papilomavírus humano (HPV) e N. gonorrhoeae \nem amostras de swab endocervical, fluido peritoneal e biópsia de lesão \nde endometriose de mulheres com endometriose e de peritônio pélvico \nsadio de mu lheres sem endometriose para avaliar a associação entre a \npresença destes agentes infecciosos e a endometriose.  \n \n3.2 Objetivos específicos \n \n Detectar, por meio de método molecular  (PCR e qPCR) , Mollicutes (M. \ngenitalium, M. hominis , U. urealyticum  e U. parvum ) HPV e N. \ngonorrhoeae em amostras de swab endocervical,  fluido peritoneal e \nbiópsia de lesão de endometriose de mulheres com endometriose e de \nperitônio pélvico sadio de mulheres sem endometriose; \n Avaliar se os Mollicutes (M. genitalium, M. hominis, U. urealyticum e U. \nparvum) HPV e N. gonorrhoeae  detectados nas amostras de swab \nendocervical, fluido peritoneal e tecido de biópsia têm associação com \nperfil clínico-demográfico observado na população estudada;  \n Avaliar se citocinas do perfil Th1/Th2/Th17/Th22 dosadas em amostras \nde fluido peritoneal e tecido de biópsia apresentam perfil alterado devido \nà endometriose e/ou associado à presença de Mollicutes.  \n Analisar o perfil de expressão gênica, por meio da qPCR array, de vias de \nresposta imune em amostras de fluido peritoneal e de biópsia de lesão de \nmulheres com e sem endometriose, infectado ou não pelos \nmicrorganismos estudados; \n \n\n54 \n \n4 PACIENTES E MÉTODOS \n \n4.1 Pacientes \n \n4.1.1 Locais do estudo e pacientes \n \n O estudo foi desenvolvido no Setor de Endometriose da Clínica \nGinecológica do Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina da \nUniversidade de São Paulo (HCFMUSP) e no Hospital Sírio -Libanês (São \nPaulo). De agosto de 2014 a agosto de 2015, foram incluídas no estudo 104 \npacientes de forma prospectiva, e que foram divididas em dois grupos: Grupo \nCaso (n = 73), constituído de pacientes com endometriose e Grupo Controle (n \n= 31), formado por mulheres sem a doença. O total de paciente foi determinado \nbaseando-se, em um cálculo amostral, onde foram  considerados os seguintes \nparâmetros: a) prevalência em dados, de estudo piloto, relacionando colonização \nde micoplasmas em mulheres  com endometriose; b) precisão de 5%; c) nível \nconfiança de 95%; e d) 10% de perdas.  Além disso, a obtenção de dados e \nmaterial clínico esteve condicionado à demanda e rotina de  atendimento das \nduas unidades hospitalares e equipes médicas responsáveis. As atividades \ndesenvolvidas nos hospitais junto às equipes de saúde foram conduzidas sob \nsupervisão do Prof. Dr. Maurício Simões Abrão. O estudo foi aprovado pelos \nComitês de Ética  em Pesquisa do Instituto de Ciências Biomédicas conforme \nparecer nº 1170/CEPESH (Anexo A),  do Hospital Sírio -Libanês conforme \nRegistro AVAP nº GBC260 (Anexo B) e registrado na Plataforma Brasil conforme \nparecer nº 550.484 (Anexo C). Todas as pacientes leram e assinaram o Termo \nde Consentimento Livre e Esclarecido (Anexo D). O tipo de cirurgia realizado por \ncada paciente está sumarizado no Apêndice A. \n \n4.1.2 Critérios de inclusão \n \n Os critérios de inclusão do G rupo Caso (com endometriose)  foram: \nComprovação histológica da endometriose; Ausência de doenças neoplásicas \nconcomitantes, no momento do diagnóstico histológico de endometriose, \nconstatada pela anamnese, exame físico, inspeção cirúrgica e exames \n\n55 \n \nsubsidiários, quando necessários; Ausência de doenças autoimunes, confirmada \npor anamnese, exame físico e por exames laboratoriais quando necessário \nclínicos e exames laboratoriais sugestivos de doença autoimune ; Pacientes \ndeveriam estar no período da menacme; Pacientes que não tivessem utilizado \nantibioticoterapia até um mês antes da coleta do material.  \nPara o grupo controle, foram adotados os seguintes critérios de inclusão: \nComprovação cirúrgica da ausência de lesões de endometriose; Ausência de \ndoenças neoplásicas, diagnóstico negativo para en dometriose constatada pela \nanamnese, exame físico, inspeção cirúrgica e exames subsidiários, quando \nnecessários; Ausência de sinais clínicos e exames laboratoriais sugestivos de \ndoença autoimune ; Pacientes deveriam estar no período da menacme; \nPacientes com indicação de cirurgia por videolaparoscopia ; Pacientes que não \ntivessem utilizado antibioticoterapia até um mês antes da coleta do material. \n \n4.1.3 Quadro clínico \n \n Todas as pacientes foram questionadas quanto à presença de seis \nsintomas associados à endometriose, sendo estes:  \na. Dismenorreia: dor em cólica no período menstrual, considerada para o \nestudo somente de intensidade severa, quando a paciente referia que a dor não \nmelhorava completamente com analgésicos, mas não a impedia de exercer suas \natividades habituais ou incapacida de, quando a paciente referia que a dor a \nimpedia de exercer suas atividades habituais (LAUFER; GOLDSTEIN, 1998);  \nb. Dispareunia de profundidade: dor pélvica durante a relação sexual; \nc. Dor pélvica acíclica: dor pélvica sem relação com o ciclo menstrual por \nmenos de seis meses, sem melhora com a utilização de analgésicos; \nd. Infertilidade: dificuldade para engravidar em casal com vida sexual ativa \n(duas ou mais relações sexuais por semana) e sem utilizar método contraceptivo \npor pelo menos um ano; \ne. Alterações intes tinais cíclicas: sintomas intestinais durante o período \nmenstrual, incluindo aceleração ou diminuição do trânsito intestinal, dor à \nevacuação, puxo, tenesmo e/ou sangramento nas fezes.  \nf. Alterações urinárias cíclicas: sintomas urinários durante o período menstrual, \nincluindo disúria, hematúria, polaciúria e/ou urgência miccional. \n\n56 \n \n Todos os quadros álgicos tiveram sua intensidade avaliada de acordo com  \na escala analógica da dor (EAD) (Anexo E). As notas da EAD de 1 a 6 (< 7) foram \nconsideradas para dores leves ou moderadas e as notas de 7 a 10 (≥ 7)  para \ndores severas (CHAPRON et al., 2012) . Além disso, questionários para \navaliação de c aracterísticas demográficas , hábitos e características clínicas \nforam aplicados a cada paciente (Apêndice B e Anexo F). \n \n4.1.4 Estadiamento da Endometriose \n \n As pacientes com endometriose tiveram sua doença classificada durante \no procedimento cirúrgico pelos critérios da American Society for Reproductive \nMedicine (ASRM), revisado em 1996 (Figura 4), em estádios de I a IV.  \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n \n\n57 \n \nFigura 4 – Estadiamento da endometriose prop osto pela American Society for \nReproductive Medicine - ASRM (1996). \n \n \nUsar em caso de trompas\ne ovários normaisE D\n \nUsar em caso de trompas\ne ovários anormaisE D  \n* Se as fímbrias tubárias estiverem totalmente envolvidas por aderências, mude o escore para 16. \nPorcentagem de implantes: \nLesões vermelhas (claras, vermelhas, rosadas, em chama, vesículas): ___% \nLesões brancas (brancas, amareladas, marrons, defeitos de peritônio): ___% \nLesões pretas (pretas, depósitos de hemossiderina, azuis): ___% \nEndometriose adicional: _________________________________________ \nPatologias associadas: __________________________________________ \n \n \nEstádio I (mínima): 1 – 5 pontos \nEstádio II (leve): 6 – 15 pontos \nEstádio III (moderada): 16 – 40 pontos \nEstádio IV (severa): > 40 pontos \nPERITÔNIO \nENDOMETRIOSE < 1 cm 1 – 3 cm > 3 cm \nSuperficial 1 2 4 \nProfunda 2 4 6 \nOVÁRIO \nD Superficial 1 2 4 \nProfunda 4 16 20 \nE superficial 1 2 4 \nProfunda 4 16 20 \nOBLITERAÇÃO DO FUNDO DE \nSACO POSTERIOR \nParcial Completa \n4 20 \nOVÁRIO \nADERÊNCIAS < 1/3 Envolvido 1/3 - 2/3 \nEnvolvidos \n> 2/3 \nEnvolvidos \nD Velamentosa 1 2 4 \nDensa 4 8 16 \nE Velamentosa 1 2 4 \nDensa 4 8 16 \nTROMPA \nD Velamentosa 1 2 4 \nDensa 4* 8* 16 \nE Velamentosa 1 2 4 \nDensa 4* 8* 16 \n\n58 \n \n4.1.5 Locais da doença \n \n As lesões de endometriose foram também avaliadas quanto ao sítio mais \nsevero de endometriose  peritônio, ovário e/ou em localização infiltrativa \nprofunda, que inclui região retrocervical, vagina, reto -sigmoide, íleo, apêndice, \nureter e bexiga. Os locais de comprometimento foram considerados observando-\nse critérios de severidade do processo, ou seja, doença profunda mais grave que \na ovariana, que por sua vez é mais grave que a doença peritoneal. Assim, foram \natribuídos como critérios para se considerar doença peritoneal, a existência de \nfocos peritoneais exclusivos, sem a presença de doença profunda e em ovários. \nA doença ovariana foi determinada na ausência da doença profunda, \nindependente de focos peritoneais . Para a doença profunda, não houve  \nrestrições pela presença de endometriose peritoneal ou ovariana. \n \n4.2 Coleta de amostras e processamento em laboratório \n \n4.2.1 Swab endocervical \n \n Para obtenção de swab endocervical de cada paciente, foram utilizados \nespéculos estéreis de forma asséptica. Durante a coleta evitou -se a fricção do \nswab no introito vaginal. Os swabs foram acondicionados em 5 mL de meio de \ntransporte (BUSOLO et al. , 1981)  e mantidos sob refrigeração (4 °C)  até o \nprocessamento em laboratório. Em seguida, as amostras foram \nhomogeneizadas em vórtex (15 segundos), divididas em alí quotas (1 mL) em \nmicrotubos e, por fim, armazenadas sob refrigeração (-20 °C) até o momento do \nuso.  \n \n4.2.2 Fluido Peritoneal \n \nO fluido intraperitoneal foi colhido no início da cirurgia laparoscópica do \nfundo do saco de Douglas e de outras regiões do assoalho pélvico. De forma \nasséptica, as amostras foram imediatamente aliquotadas em microtubos estéreis \nde criopreservação, prontamente armazenados em nitrogênio líquido. As \namostras foram mantidas congeladas até o processamento em laboratório.  No \n\n59 \n \nlaboratório, as amostras de fluido peritoneal foram processadas e armazenadas \nde acordo com a sua finalidade. A alíquota destinada aos testes de detecção de \nmicrorganismos por meio da PCR quantitativa em tempo real foi armazenada a \n- 80 °C até o momento do uso. A alíquota destinada à dosagem de citocinas foi, \ninicialmente, centrifugada a 20  600 x g por 5 minutos. O sobrenadante foi \nacondicionado em novos microtubos estéreis até o uso. O pellet obtido na \ncentrifugação, por sua vez,  foi homogeneizado em 1 mL com sol ução tampão \nestéril RNA Later ® (Ambion, Inc., Austin, TX)  e armazenado até o uso para \nanálises de expressão gênica. \n \n 4.2.4 Lesão de Endometriose \n \nAs amostras de lesão de endometriose (peritoneal, ovariana ou profunda) \nou peritônio sadio foram acondicionad as em microtubos estéreis de \ncriopreservação imediatamente após a remoção cirúrgica, ainda na sala de \ncirurgia. Antes de serem armazenados, os tecidos foram divididos de forma \nasséptica em três partes. As partes, armazenadas separadamente, foram \nacondicionadas em nitrogênio líquido até processamento. No laboratório, as \namostras destinadas a dosagem de citocinas foram maceradas em tampão \ninibidor de protease (20 mM Tris -HCl, 150 µM NaCl, 2 mM EDTA, 1% Triton, 1  \nµg/mL pepstatina, 1 mM PMSF – pH 7,5) centrifugada a 20 600 x g por 5 minutos \ne colhido o sobrenadante. As amostras destinadas à análise de expressão \ngênica foram conservadas em tampão RNA later (Ambion, Inc., Austin, TX). As \namostras destinadas à detecção de microrganismos por PCR em tempo real \nforam conservadas igualmente em tampão RNA later até o uso. Todas as \namostras foram armazenadas em freezer (- 80 °C) até o momento do uso.  \n \n4.3 Padronização das cepas utilizadas \n \n  Para controle positivo  dos test es moleculares, foram cultivadas quatro \ncepas de micoplasmas (M. hominis ATCC 23114 - PG-21, M. genitalium ATCC \n33530 - G37, U. urealyticum T960 - sorotipo 7 e U. parvum ATCC - sorotipo 3). \nAs cepas foram obtidas do Laboratório de Micoplasmas  ICB/USP. Os meios de \ncultivo SP4 (TULLY, 1993) e UB (RUHNKE; ROSENDAL, 1994) foram utilizados \n\n60 \n \nnos subcultivos das cepas de referência de Mycoplasma spp. e Ureaplasma spp. \nrespectivamente. Os microrganismos  foram subcultivados inoculando-se em \nmeios sólidos e líquidos (50 mL), incubados a 37 °C em condições de aerobiose. \nO controle do crescimento foi realizado pela observação de mudança de cor no \nmeio líquido, acrescido de indicador de pH (vermelho de fenol), resultante da \nhidrólise da arginina ou fermentação da glicose. No meio sólido , observou-se a \nprodução de pequenas colônias em forma de “ovo frito”.  \n \n4.4 Extração de DNA  \n \n O DNA genômico das cepas de referência e das amostras de swab \nendocervical, fluido peritoneal e lesão de endometriose foram obtidas segundo \nprotocolo do kit Invitrogen PurelinkTM Genomic DNA Kits (Invitrogen, São Paulo, \nS.P., Brasil), baseado na utilização de coluna de sílica.   \n \n4.5 Reação em cadeia da polimerase quantitativa em tempo real (qPCR) \n  \n4.5.1 Reação de controle interno da qualidade do DNA \n \n Foi realizada PC R utilizand o primers G73/G74 para  o gene β -globina, \nutilizado como controle interno da qualidade do DNA extraído (CAMPOS et al., \n2008). Os parâmetros da reação foram 1x de buffer; 0,2 mM de dNTP, 2 mM de \nMgCl2, 0,08 μM dos primers G73 (5'-GAAGAGCCAAGGACAGGTAC-3') e G74 \n(5'-CAACTTCATCCACGTTCACC-3'); 0,5 U de Taq DNA polimerase \nrecombinante, todos da Invitrogen® (São Paulo, S.P., Brasil); 6 μL de DNA e \nquantidade suficiente de água ultrapura até o volume final d e 25 L. As \namplificações foram realizadas em termociclado r, obedecendo a uma \ndesnaturação inicial de 95 °C por 5 minutos, 40 ciclos de 95 °C por 1 minuto, 55 \n°C por 1 minuto, 72 °C por 1 minuto, um ciclo final de 72 °C por 5 minutos e hold \nstep a 4 °C. A corrida foi feita em gel de Agarose 1% corado com 0,3% de Gel \nRedTM (Biotium®) (CAMPOS et al., 2008). Todas as amostras foram positivas, \napresentando boa qualidade para a realização das próximas PCRs. \n \n \n\n61 \n \n4.5.2 qPCR para detecção de M. genitalium \n \n Para re alização da PCR em tempo real para detecção da  espécie M. \ngenitalium nas amostras clínicas foram utilizadas placas de 96 poços próprias \npara realização da técnica, adicionado a cada poço (0,2 mL): 12,5 µL de Master \nMix (Applied Biosystems São Paulo, S.P., Brasil), 2,5 µL de primer MgPa-355F \n(5’-GAGAAATACCTTGATGGTCAGCAA-3’) [10 pmols], 2,5 µL de primer MgPa-\n432R (5’  – GTTAATATCATATAAAGCTCTACCGTTGTTATC – 3’) [ 10 pmols ], \n0,5 µL de sonda (5’ FAM – ACTTTGCAATCAGAAGGT – MGB 3’) [5 mM], 2 µL \nde água e 5 ,0 µL  de DNA, com volume final de 25 µL. As amostras foram \nsubmetidas à amplificação nas seguintes condições de termociclagem: 50 °C por \n10 minutos, 95 °C por 10 minutos, seguidos de 45 ciclos de 95 °C por 15 \nsegundos e 60 °C por 1 minuto  (OLSEN et al., 2009). A PCR em tempo real foi \nrealizada em duplicata, utilizando a plataforma Applied Biosystems.  \n \n4.5.3 qPCR para a detecção de M. hominis  \n \n Na realização da PCR em tempo real para detecção da espécie M. \nhominis foram utilizadas placas próprias para realização da técnica, adicionado \na cada poço (0,2 mL): 12,5 µL de Master Mix (Applied Biosystems, São Paulo, \nS.P., Brasil), 0,6 µL de primer MHyidCfwd (5’  – \nTCACTAAACCGGGTATTTTCTAACAA – 3’) [ 10 pmols ], 0,6 µL de primer \nMHyidCrev (5’ – TTGGCATATATTGCGATAGTGCTT – 3’) [10 pmols], 0,8 µL de \nsonda (5’  FAM – CTACCAATAATTTTAATATCTGTCGGTATG – MGB 3’ ) [5 \nmM], 8,5 µL de água e 2 µL de DNA, com volume final da reação de 25 µL. As \namostras foram submetidas à amplificação nas segu intes condições de \ntermociclagem: 50 °C por 10 minutos, 95 °C por 10 minutos, seguidos de 45 \nciclos de 95 °C por 15 segundos e 60 °C por 1 minuto (FERANDON et al., 2011). \nA PCR em tempo real foi realizada em duplicata, utilizando a plataforma Applied \nBiosystems. \n \n\n62 \n \n4.5.4 qPCR para detecção de U. urealyticum \n \nNa realização da PCR em tempo real para detecção da espécie U. \nurealyticum f oram utilizadas placas próprias para realização da técnica, \nadicionado a cada poço (0,2 mL): 12,5 µL de Master Mix (Applied Biosystems, \nSão Paulo, S.P., Brasil), 0,75 µL de primer UUureF ( 5’ – \nATCGACGTTGCCCAAGGGGA – 3’), 0,75 µL de primer UUureR ( 5’ – \nTTAGCACCAACATAAGGAGCTAAATC – 3’) [10 pmols], 0,5 µL de sonda (FAM \n– TTGTCCGCCTTTACGAG – MGB) [5 mM], 9,5 µL de água e 1,0 µL de DNA \nem quantidades suficientes para um volume final de 25 µL. As amostras foram \nsubmetidas à amplificação nas seguintes condições de termociclagem: 50 °C por \n2 minutos, 95 °C por 10 minutos, seguidos de 40 ciclos de 95 °C por 15 segundos \ne 58 °C por 30 segundos (CAO et al., 2007). A PCR em tempo real foi realizada \nem duplicata, utilizando a plataforma Applied Biosystems. \n \n4.5.5 qPCR para detecção de U. parvum \n \nNa realização da PCR em tempo real para detecção da espécie U. \nurealyticum f oram utilizadas placas próprias para realização da técnica, \nadicionado a cada poço (0,2 mL): 12,5 µL de Master Mix (Applied Biosystems, \nSão Paulo, S.P., Brasil) , 0,75 µL de primer UUU rePF ( 5’ – \nCATTGATGTTGCACAAGGAGAAA – 3’), 0,75 µL de primer UU UrePR ( 5’ – \nTTAGCACCAACATAAGGAGCTAAATC – 3’) [10 pmol], 0,5 µL de sonda (FAM  \n– TTGACCACCCTTACGAG – MGB) [5 mM], 9,5 µL de água e 1,0 µL de DNA \nem quantidades suficientes para um volume final de 25 µL. As amostras foram \nsubmetidas à amplificação nas seguintes condições de termociclagem: 50 °C por \n2 minutos, 95 °C por 10 minutos, seguidos de 40 ciclos de 95 °C por 15 segundos \ne 58 °C por 30 segundos (CAO et al., 2007). A PCR em tempo real foi realizada \nem duplicata, utilizando a plataforma Applied Biosystems. \n \n4.5.6 qPCR para detecção de N. gonorrhoeae \n \nNa realização da PCR em tempo real para detecção da espécie N. \ngonorrhoeae f oram utilizadas placas próprias para realização da técnica, \n\n63 \n \nadicionado a cada poço (0,2 mL): 12,5 µL de Master Mix (Applied Biosystems,  \nSão Paulo, S.P., Brasil), 0,75 µL de primer NGF (5’ - \nCCGGAACTGGTTTCATCTGATT - 3’), 0,75 µL de primer NGR (5’ - \nGTTTCAGCGGCAGCATTCA – 3’) [10 pmol], 0,5 µL de sonda (FAM – \nCGTGAAAGTAGCAGGCGTATAGGCGGACTT – MGB) [5 mM], 9,5 µL de água \ne 1,0 µL de DNA em quantidades suficientes para um volume final de 25 µL. As \namostras foram submetidas à amplificação nas se guintes condições de \ntermociclagem: 50 °C por 2 minutos, seguidos de 40 ciclos de 95 °C por 30 \nsegundos e 55 °C por 30 segundos (GEELEN et al., 2013) . A PCR em tempo \nreal foi realizada em duplicata, utilizando a plataforma Applied Biosystems. \n \n4.5.7 Análise dos dados da PCR quantitativa \n \n A quantificação dos microrganismos foi realizada por meio de técnica de \nquantificação absoluta, tomando por base uma curva padrão, previamente \nestabelecida, variando de 10 7 a 1 cópias de microrganismos/mL. Para cada \nexperimento, uma nova curva padrão foi adicionada e parâmetros de qualidade \nforam adotados na análise, sendo estes: r2 ≥ 0.950, eficiência da reação variando \nde 95% a 105% e slope de valor ≈ – 3.32. \n \n4.5.8 PCR para detecção de Papilomavírus humano (HPV) \n \nPara detecção de HPV foi realizada PCR utilizando 1x de tampão; 0,2 mM \nde dNTP; 4 mM de MgCl 2; 1 µM dos primers GP5 ( 5' -  \nTTTGTTACTGTGGTAGATAC - 3') e GP6 (5' - GAAAAATAAACTGTAAATCAT  - \n3'); 0,5 U de Taq DNA polimerase recombinante, todos da Invitrogen ® (São \nPaulo, S.P., Brasil); 3 L do DNA e quantidade suficiente de água ultrapura até \no volume final de 25 L. Após adição do DNA, as amostras foram levadas para \no termociclador sob o programa de 1 ciclo de 94 °C por 5 minutos, 39 ciclos de \n95 °C por 1 minuto, 40 °C por 2 minutos, 72 °C por 1,5 minuto, e um ciclo final a \n72 °C por 7 minutos. A corrida foi feita em gel de Agarose 1% corado com 0,3% \nde Gel RedTM (Biotium®) (GRAVITT et al., 2000;  SNIJDERS et al., 1990). \n \n\n64 \n \n4.6 Dosagem de citocinas \n \nA dosagem das citocinas, presentes das amostras de líquido \nintraperitonial e amostras de lesão de endometriose (peritoneal, ovariana ou \nprofunda) ou peritônio sadio, foi realizada por meio do ensaio para detecção por \nmeio da tecnologia para bioensaios multiplex–Luminex com equipamento Bio-\nPlex 200 system . Foi utilizado o Kit comercial ProcartaPlex® Immunoassay \nTh1/Th2/Th9/Th17/Th22/Tfh/Treg (18 plex)  (eBioscience – Affmetrix, Estados \nUnidos) para determinação de GM-CSF, IFN-, IL-1, IL-2, IL-4, IL-5, IL-6, IL-9, \nIL-10, IL-12p70, IL-13, IL-17A, IL-18, IL-21, IL-22, IL-23, IL-27 e TNF-. Ensaios \nLuminex são baseados na tecnologia xMAP® a qual possibilita a detecção e \nquantificação de múltiplos alvos de proteínas simultaneamente.  O sistema \nxMAP® combina um citômetro de fluxo, microesferas fluorescentes, lasers e um \nprocessamento de sinal digital para permitir a multiplexação eficiente de até 100 \nensaios exclusivos em uma única amostra.  As dosagens das citocinas foram \nrealizadas de acordo com o fabricante do kit utilizado. Para a normalização dos \ndados de citocinas, a quantidade obtida foi correlacionada com a quantidade de \nproteína total das amostras. A dosagem de proteínas totais foi realizada \nutilizando o kit Pierce BCA Protein Assay (Thermo Scientific, Brasil) \n \n4.7 Análise de expressão gênica \n \nA expressão gênica dos marcadores inflamatórios foi avaliada pela \nmetodologia de PCR array. O mRNA , das células presentes no  líquido \nintraperitoneal e das amostras de lesão de endometriose (peritoneal, ovariana \nou profunda) ou peritônio sadio , foi extraído com a utilização do kit  TRIZOL® \nPlus (Thermo Scientific, Brasil), seguindo o protocolo fornecido pelo fabricante. \nA obtenção do cDNA foi feita por meio de uma retro-transcrição (RT) a partir do \nmRNA, utilizando -se o kit SuperScript® III Reverse Transcriptase  (Thermo \nScientific, Brasil) com adição de oligonucleotídeos complementares à cauda poli-\nA do RNAm (Oligo dT) e inibidor de RNAse. O c DNA obtido foi submetido a \nanálise pelo kit  Human Innate & Adaptive Immune Responses  PCR Array \n(Qiagen-SABioscience, Brasil). O kit de qPCR array permite analisar a expressão \nde 84 genes envolvidos na resposta do hospedeiro à infecção bacteriana (Tabela \n\n65 \n \n1). Esse array inclui genes relacionados a sinalização de TLR, bem como, genes \nenvolvidos na resposta de fase aguda, ativação do sistema complemento, \nresposta inflamatória e resposta imunológica adquirida contra bactérias . Todos \nos procedimentos e análise de  dados foram realizados de acordo com as \ninstruções e software do fabricante. \n\n66 \n \nTabela 1 – Genes avaliados pelo kit Human Innate and Adaptive Immune \nResponses PCR Array \n(continua) \nSímbolo Descrição \nAPCS Amyloid P component, serum \nC3 Complement component 3 \nCASP1 Caspase 1, apoptosis-related cysteine peptidase \n(interleukin 1, beta, convertase) \nCCL2 Chemokine (C-C motif) ligand 2 \nCCL5 Chemokine (C-C motif) ligand 5 \nCCR4 Chemokine (C-C motif) receptor 4 \nCCR5 Chemokine (C-C motif) receptor 5 \nCCR6 Chemokine (C-C motif) receptor 6 \nCCR8 Chemokine (C-C motif) receptor 8 \nCD14 CD14 molecule \nCD4 CD4 molecule \nCD40 CD40 molecule, TNF receptor superfamily member 5 \nCD40LG CD40 ligand \nCD80 CD80 molecule \nCD86 CD86 molecule \nCD8A CD8a molecule \nCRP C-reactive protein, pentraxin-related \nCSF2 Colony stimulating factor 2 (granulocyte-macrophage) \nCXCL10 Chemokine (C-X-C motif) ligand 10 \nCXCR3 Chemokine (C-X-C motif) receptor 3 \nDDX58 DEAD (Asp-Glu-Ala-Asp) box polypeptide 58 \nFASLG Fas ligand (TNF superfamily, member 6) \nFOXP3 Forkhead box P3 \nGATA3 GATA binding protein 3 \nHLA-A Major histocompatibility complex, class I, A \nHLA-E Major histocompatibility complex, class I, E \nICAM1 Intercellular adhesion molecule 1 \nIFNA1 Interferon, alpha 1 \nIFNAR1 Interferon (alpha, beta and omega) receptor 1 \nIFNB1 Interferon, beta 1, fibroblast \nIFNG Interferon, gamma \nIFNGR1 Interferon gamma receptor 1 \nIL10 Interleukin 10 \nIL13 Interleukin 13 \nIL17A Interleukin 17A \nIL18 Interleukin 18 (interferon-gamma-inducing factor) \nIL1A Interleukin 1, alpha \nIL1B Interleukin 1, beta \nIL1R1 Interleukin 1 receptor, type I \nIL2 Interleukin 2 \nIL23A Interleukin 23, alpha subunit p19 \nIL4 Interleukin 4 \nIL5 Interleukin 5 (colony-stimulating factor, eosinophil) \nIL6 Interleukin 6 (interferon, beta 2) \n\n67 \n \nTabela 1 – Genes avaliados pelo kit Human Innate and Adaptive Immune \nResponses PCR Array \n(continua) \nSímbolo Descrição \nCXCL8 Interleukin 8 \nIRAK1 Interleukin-1 receptor-associated kinase 1 \nIRF3 Interferon regulatory factor 3 \nIRF7 Interferon regulatory factor 7 \nITGAM Integrin, alpha M (complement component 3 receptor 3 \nsubunit) \nJAK2 Janus kinase 2 \nLY96 Lymphocyte antigen 96 \nLYZ Lysozyme \nMAPK1 Mitogen-activated protein kinase 1 \nMAPK8 Mitogen-activated protein kinase 8 \nMBL2 Mannose-binding lectin (protein C) 2, soluble \nMPO Myeloperoxidase \nMX1 Myxovirus (influenza virus) resistance 1, interferon-\ninducible protein p78 (mouse) \nMYD88 Myeloid differentiation primary response gene (88) \nNFKB1 Nuclear factor of kappa light polypeptide gene enhancer \nin B-cells 1 \nNFKBIA Nuclear factor of kappa light polypeptide gene enhancer \nin B-cells inhibitor, alpha \nNLRP3 NLR family, pyrin domain containing 3 \nNOD1 Nucleotide-binding oligomerization domain containing 1 \nNOD2 Nucleotide-binding oligomerization domain containing 2 \nRAG1 Recombination activating gene 1 \nRORC RAR-related orphan receptor C \nSLC11A1 Solute carrier family 11 (proton-coupled divalent metal ion \ntransporters), member 1 \nSTAT1 Signal transducer and activator of transcription 1, 91kDa \nSTAT3 Signal transducer and activator of transcription 3 (acute-\nphase response factor) \nSTAT4 Signal transducer and activator of transcription 4 \nSTAT6 Signal transducer and activator of transcription 6, \ninterleukin-4 induced \nTBX21 T-box 21 \nTICAM1 Toll-like receptor adaptor molecule 1 \nTLR1 Toll-like receptor 1 \nTLR2 Toll-like receptor 2 \nTLR3 Toll-like receptor 3 \nTLR4 Toll-like receptor 4 \nTLR5 Toll-like receptor 5 \nTLR6 Toll-like receptor 6 \nTLR7 Toll-like receptor 7 \nTLR8 Toll-like receptor 8 \nTLR9 Toll-like receptor 9 \n \n\n68 \n \nTabela 1 – Genes avaliados pelo kit Human Innate and Adaptive Immune \nResponses PCR Array \n(conclusão) \nSímbolo Descrição \nTNF Tumor necrosis factor \nTRAF6 TNF receptor-associated factor 6 \nTYK2 Tyrosine kinase 2 \nACTB Actin, beta \nB2M Beta-2-microglobulin \nGAPDH Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase \nHPRT1 Hypoxanthine phosphoribosyltransferase 1 \nRPLP0 Ribosomal protein, large, P0 \n \n4.8 Análise estatística \n \nAs informações  clínico-epidemiológicas foram analisadas \nestatisticamente usando o software SPSS 20 .0® (SPSS Inc., Chicago, Estados \nUnidos). Para verificação de associação entre variáveis foi aplicado  o Teste de \nQui-quadrado de Pearson. A significância estatística foi con siderada nos casos \nem que o valor de p < 0,05. O nível de confiança adotado para as conclusões foi \nde 95%. Para a avaliação dos fatores de risco  associados às infecções \nempregou-se o Odds Ratio (OR) em uma análise univariada. \n Para comparar as médias de idade entre os grupos caso e controle, após \nutilizar o teste de Shapiro -Wilk, para checar a distribuição gaussiana (normal) \ndos dados, foi empregado o teste t-Student.  \n Para anális e dos dados de quantificação do número de cópias dos \nmicrorganismos, dosagem de citocinas e expressão gênica foi utilizado o \nprograma GraphPad Prism. Previamente os dados foram analisados pelo teste \nde Kolmogorov-Smirnov para verificar a distribuição normal ou não dos dados.  \nFoi realizado o teste não-paramétrico de Mann-Whitney, quando avaliados dois \ngrupos. Dados expressos pela Média ± Desvio Padrão (com exceção dos dados \nde expressão gênica, onde os dados foram gerados e analisados pelo software \ndo kit, sendo apenas usado o GraphPad para representação gráfica dos \nresultados). A significância estatística foi considerada nos casos em que o valor \nde p < 0,05. \n \n\n69 \n \n5 RESULTADOS \n \n5.1 Características demográficas da população estudada \n \nA Tabela 2 apresenta as características demográficas das pacientes \nincluídas no estudo, separadas nos grupos caso e controle. A média das idades \ndas mulheres participantes foi de 36,39 anos (mín.: 15 e máx.: 51). A maior parte \ndas mulheres declararam -se brancas (71,2%), casadas (73,0%) e/ou em \nrelacionamento estável (90,4%) e reportaram não saber de casos de \nendometriose na família (74,4%). A maioria das pacientes (48,8%) se enquadrou \nno perfil saudável quando avaliado o Índice de Massa Corpórea (IMC: 18,5 – \n25,0). Não houve significância estatísticas quando avaliadas as variáveis listadas \nacima (p > 0,05) (Tabela 2). A maioria das mulheres declarou ter concluído o \ncurso superior (58,2%), e aquelas com endometriose apresentaram grau de \ninstrução estatisticamente maior que as do grupo controle (p = 0,015).  \n \nTabela 2 – Características demográficas da população estudada  \n(continua) \n \nCaracterísticas  \nDemográficas \nGrupo Total \n(N = 104) \nOdds \nRatio \nIC 95% p* \nEndometriose (n = 73) Controle (n = 31) \nIdade (anos), n (%) \nMédia  \nMediana (min.; máx.) \n      \n35,75 37,90 36,39   0,424ϴ \n36,00 (15; 49) 39,00 (26; 51) 36,50 (15; 51)    \nRaça/Cor, n (%) \nBranca \nPreta \nAmarela \nParda \n      \n55 (75,3) 19 (61,2) 74 (71,2) 1,00  0,095¥ \n2 (2,7) 6 (19,4) 8 (7,7) 0,74 [0,24; 2,24]  \n3 (4,1) 0 (0) 3 (2,9) 6,50 [1,00; 42,17]  \n13 (17,8) 6 (19,4) 19 (18,3) ND -  \nGrau de Instrução, n (%)1 \nSuperior \nNenhum/1º \nGrau/2ºGrau \n      \n39 (66,1) 7 (35,0) 46 (58,2) 10,5 [1,24; 10,5] 0,015† \n20 (33,9) 13 (65,0) 33 (41,8)    \nEstado Civil, n (%)2 \nCasada/Amasiada \nSeparada \nSolteira \nViúva \n      \n40 (70,2) 18 (81,8) 58 (73,4) 1,00  0,975¥ \n3 (5,3) 0 (0) 3 (3,8) ND -  \n12 (21,1) 4 (18,2) 16 (20,3) 1,000 -  \n2 (3,5) 0 (0) 2 (2,5) ND -  \nRelação Estável, n (%)3 \nSim \nNão \n      \n44 (86,3) 22 (100) 66 (90,4) 0,66 [0,56; 0,79] 0,163ɸ \n7 (13,7) 0 (0) 7 (9,6)    \n\n70 \n \nTabela 2 – Características demográficas da população estudada  \n(conclusão) \n \nCaracterísticas  \nDemográficas \nGrupo Total \n(N = 104) \nOdds \nRatio \nIC 95% P* \nEndometriose (n = 73) Controle (n = 31) \nIMC (kg/m2), n (%)4 \n        Baixo Peso (< 18,5) \n        Saudável (18,5 – 25,0) \n        Sobrepeso (> 25,0) \n      \n1 (1,6) 2 (9,1) 3 (3,6) 0,96 [0,35; 2,65] 0,351¥ \n31 (50,0) 10 (45,5) 41 (48,8) 1,00   \n30 (48,4) 10 (45,5) 40 (47,6) 6,00 [0,49; 73,45]  \nEDT na Família, n (%)5 \nSim \nNão \n      \n17 (27,9) 4 (19,0) 21 (25,6) 1,64 [0,48; 5,58] 0,611† \n44 (72,1) 17 (81,0) 61 (74,4)    \nNota: Perda de observação: 1Grau de Instrução: perda de 25 (n = 79); 2Estado Civil: perda de 25 \n(n = 79); 3Relação estável: perda de 31 (n = 73); 4IMC (Índice de Massa Corporal): perda de 20 \n(n = 84); 5EDT prévia na família: perda de 22 (n = 82).  \n*Valor de p em negrito indica significância estatística (p < 0,05).  \nϴ Teste t-Student \n† Teste de Qui-quadrado \nɸ Teste Exato de Fisher \n¥ Razão de Verossimilhança \nND: Não definida \n \n5.2 Características clínicas da população estudada \n \nNa Tabela 3 podem ser observados os aspectos do perfil clínico e a \ndistribuição das pacientes de acordo com as classificações da doença . De \nacordo com parâmetros da ASRM (1996), 38 pacientes tinham endometriose em \nestádios iniciais (I e II) e 35 em estádios avançados (III e IV). Destas pacientes, \n33,3% estavam na fase folicular do ciclo menstrual, 36,1% estavam na fase lútea \ne 30,6% estav am em amenorreia devido ao uso de hormônios. O uso de \nhormônios pelas mulheres foi mais frequente em pacientes com endometriose  \nquando comparado ao grupo controle (p < 0,001). Dentre os sintomas clínicos \navaliados, a intensidade de dor de acordo com a esca la visual analógica de dor \n(EAD) pelas pacientes para dor pélvica acíclica, alterações intestinais cíclicas e \nalterações urinárias cíclicas não foi estatisticamente significante ao serem \ncomparados os grupos caso e controle (p > 0,05). A intensidade da dor  referida \npelas mulheres para os sintomas dismenorreia (p < 0,001) e dispareunia (p < \n0,009), foi estatisticamente maior nas mulheres com endometriose do que no \ngrupo controle. A queixa de infertilidade foi estatisticamente associada às \nmulheres com endometriose (p = 0,014),  \n \n\n71 \n \nTabela 3 – Características clínicas da população estudada e distribuição das \npacientes de acordo com as classificações da endometriose  \n \nCaracterísticas Clínicas \nGrupo Total \n(N = 104) \nOR IC 95% p* \nEndometriose (n = 73) Controle (n = 31) \nHormônio, n (%)1 \nSim \nNão \n      \n39 (54,2) 5 (16,7) 44 (43,1) 5,90 [2,03; 17,16] < 0,001† \n33 (45,8) 25 (83,3) 58 (56,9)    \nFase do Ciclo, n (%)2 \nSem Ciclo \nFolicular \nLútea \n      \n22 (30,6) 5 (16,1) 27 (26,2) 1,00  0,375¥ \n24 (33,3) 17 (54,8) 41 (39,8) 1,96 [0,64; 5,99]  \n26 (36,1) 9 (29,0) 35 (34,0) 1,08 [0,32; 3,59]  \nEstadiamento (ASRM), n (%) \nI \nII \nIII \nIV \n      \n22 (30,1)  22 (30,1)    \n16 (21,9)  16 (21,9)    \n9 (12,3)  9 (12,3)    \n26 (35,6)  26 (35,6)    \nSítio mais severo de EDT, n (%)ɸ \nPeritoneal \nOvariana \nProfunda \n      \n16 (22,2)  16 (22,2)    \n3 (4,2)  3 (4,2)    \n53 (73,6)  53 (73,6)    \nDismenorreia (EAD), n (%)3 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n      \n53 (80,3) 12 (42,9) 65 (69,1) 5,43 [2,07; 14,24] < 0,001† \n13 (19,7) 16 (57,1) 29 (30,9)    \nDor pélvica acíclica (EAD), n (%)4 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n      \n30 (45,5) 7 (25,0) 37 (39,4) 2,50 [0,93; 6,68] 0,063† \n36 (54,5) 21 (75,0) 57 (60,6)    \nDispareunia (EAD), n (%)5 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n      \n33 (50,8) 6 (21,4) 39 (41,9) 3,78 [1,35; 10,54] 0,009† \n32 (49,2) 22 (78,6) 54 (58,1)    \nAlt. intest. cíclicas (EAD), n (%)6 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n      \n18 26,9) 3 (10,7) 21 (22,1) 3,06 [0,82; 11,38] 0,145† \n49 (73,1) 25 (89,3) 74 (77,9)    \nAlt. urinárias cíclicas (EAD), n (%)7 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n      \n11 (16,4) 1 (3,6) 12 (12,6) 5,30 [0,65; 43,22] 0,168† \n56 (83,6) 27 (96,4) 83 (87,4)    \nInfertilidade (EAD), n (%)8 \n    Sim \n    Não \n      \n31 (47,0) 5 (19,2) 36 (39,1) 3,72 [1,25; 11,04] 0,014† \n35 (53,0) 21 (80,8) 56 (60,9)    \nNota: Perda de observação: 1Hormônio: perda de 3 (n = 101); 2Fase do Ciclo/Tipo de EDT: perda \nde 1 (n = 103); 3Dismenorreia: perda de 10 (n = 94); 4Dor pélvica cíclica: perda de 10 (n = 94); \n5Dispareunia: perda de  11 (n =  93); 6Alterações Intestinais: perda de 09 (n = 95); 7Alterações \nUrinárias: perda de 09 (n = 95); 8Infertilidade: perda de 14 (n = 92). 9Tipo de EDT: perda de 1 (n \n= 103) \nLegenda: EAD = Escala Analógica da Dor; EDT = Endometriose \n*Valor de p em negrito indica significância estatística (p < 0,05).  \n† Teste de Qui-quadrado \n¥ Razão de Verossimilhança \nɸ O n total refere-se apenas às pacientes com EDT \n\n72 \n \n5.3 Hábitos de vida da população estudada \n \nQuando analisados os hábitos da população estudada pôde -se observar \nque sua maioria era composta por mulheres não -fumantes (86,9%), com a vida \nsexual ativa (91,4%), que reportaram fazer sempre uso de preservativo nas \nrelações sexuais (58,2%) e que tiveram de dois a cinco parceiros sexuais ao \nlongo da vida (54,1%) (Tabela 4). Ao compararmos estes hábitos de vida entre \nos grupos caso e controle, não encontramos diferença estatística (p > 0,05).  \n \nTabela 4 – Hábitos de vida da população estudada \n \nHábitos \nGrupo Total \n(N = 104) \nOdds \nRatio \nIC 95% p* \nEndometriose (n = 73) Controle (n = 31) \nTabagismo, n (%)1 \nEx-fumante e Fumante \nNão fumante \n      \n9 (14,5) 2 (9,1) 11 (13,1) 1,69 [0,33; 8,54] 0,779† \n53 (85,5) 20 (90,9) 73 (86,9)    \nVida sexual, n (%)2 \n    Ativa \n    Inativa \n      \n59 (88,1) 26 (100,0) 85 (91,4) 0,69 [0,60; 0,79] 0,100ɸ \n8 (11,9) 0 (0) 8 (8,6)    \nUso de preservativo, n (%)3 \n    Sim \n    Não \n      \n30 (52,6) 16 (72,7) 46 (58,2) 0,41 [0,14;1,21] 0,105† \n27 (47,4) 6 (27,3) 33 (41,8)    \nN parceiros na vida, n (%)4 \n    1 \n    2 – 5  \n    > 5 \n      \n16 (35,6) 6 (37,5) 22 (36,1) 1,00  0,858¥ \n24 (52,3) 9 (56,2) 33 (54,1) 1,87 [0,18; 19,52]  \n5 (11,1) 1 (6,0) 6 (9,8) 1,87 [0,19; 18,32]  \nNota: Perda de observação:  1Tabagismo: perda de 20 (n = 84); 2Vida sexual: perda de 11 (n = \n93); 3Uso de preservativo: perda de 25 (n = 79); 4Dismenorreia: perda de 15 (n = 89).  \n*Significância estatística quando p < 0,05 \n† Teste de Qui-quadrado \nɸ Teste Exato de Fisher \n¥ Razão de Verossimilhança \n \n5.4 Perfil de prevalência dos microrganismos na população estudada \n \nA Tabela 5 apresenta a prevalência de cada um dos microrganismos \npesquisados nos três tipos de amostra clínica  (swab endocervical, fluido \nperitoneal e tecido de biópsia) , para cada grupo de estudo. Todos os \nmicrorganismos-alvo do estudo foram detectados nas amostras de swab \nendocervical de ambos os grupos. Nas amostras de fluido peritoneal, no grupo \ncaso, quatro microrganismos (M. genitalium, M. hominis, U. urealyticum e HPV) \nforam detectados, ao passo que no grupo controle apenas dois (M. genitalium e \n\n73 \n \nM. hominis). Nas amostras de tecido, foram detectados em ambos os grupos M. \ngenitalium e HPV. Mas, apenas no grupo caso foi detectado também M. hominis. \nNa tabela 5 o número de amostras analisadas varia devido à falta de amostra \nclínica para teste. \nAo analisarmos as amostras de  swab endocervical, a prevalência de M. \ngenitalium, M. hominis , U. urealyticum  e HPV foi maior nas pacientes com \nendometriose (14,1%, 43,7%, 8,5% e 5,9% respectivamente) do que no grupo \ncontrole (11,1%, 40,7%, 3,7% e 3,7% respectivamente). De forma similar , nas \namostras de fluido peritoneal, as prevalências de M. genitalium, M. hominis, U. \nurealyticum e HPV, foram maiores no grupo caso  (40,7%, 27,8%, 3,7% e 9,6% \nrespectivamente) do que no  grupo controle  (20,8%, 16,7%, 0% e 0% \nrespectivamente). Nas amostras de tecido de biópsia , as prevalências de M. \ngenitalium (13,2%) e M. hominis  (5,9%) foram maiores nas mulheres com \nendometriose do que naquelas sem a doença  (6,7% e  0% respectivamente). \nNestas amostras, a prevalência de HPV no grupo controle (3,3%) e caso (3,0%) \nfoi bastante similar (Tabela 5).   \nAinda na Tabela 5, de forma interessante, observa-se que as prevalências \nda maioria dos Mollicutes ( M. hominis, U. urealyticum e U. parvum) em cada \namostra clínica assumem uma tendência decrescente na ordem Swab > Fluido \nPeritoneal > Tecido de Biópsia, exceto para M. genitalium . N. gonorrhoeae  \ntambém apresenta o mesmo perfil quando observado o grupo controle. Por outro \nlado, assim como M. genitalium , não houve a mesma tendência no perfil de \ndetecção do HPV nas diferentes amostras.  \n\n74 \n \nTabela 5  – Perfil de detecção de  espécies de Mollicutes (M. hominis , M. \ngenitalium, U. urealyticum e U. parvum), HPV e N. gonorrhoeae, \nem amostras de swab endocervical, fluido peritoneal e tecido de \nbiópsia obtidas de mulheres com e sem endometriose, São Paulo \n– SP, 2014.2 – 2015.1. \n \n \n5.4.1 Perfil de prevalência dos Microrganismos Vs Uso de hormônios \n \nComo houve uso de hormônio por parte das pacientes incluídas no \npresente estudo, avaliamos se havia associação entre o uso de diferentes tipos \nde terapia hormonal  utilizados pelas pacientes nos três meses anteriores à \ncirurgia (ACO/Injetável e Sistema Intrauterino Liberador de Levonorgestrel – SIU-\nLNG) e o perfil de prevalência dos microrg anismos nas amostras de swab \nendocervical, fluido peritoneal e tecido de biópsia. Não foi observada associação \nestatisticamente significante nas análises (p > 0,05) (Apêndices C, D, E e F). Por \nfim, é válido ressaltar que nenhuma das mulheres reportou o uso de DIU de \ncobre. \nResultado qPCR \nGrupo \nEndometriose  \n \nControle  \nSwab \n(n = 73) \nFluido \n(n = 54) \nTecido \n(n = 68) \nSwab \n(n = 31) \nFluido \n(n = 24) \nTecido \n(n = 30) \nM. genitalium, n (%) \n    Positivo \n    Negativo \n       \n10 (14,1) 22 (40,7) 9 (13,2)  3 (11,1) 5 (20,8) 2 (6,7) \n61 (85,9) 32 (59,3) 59 (86,8)  24 (88,9) 19 (79,2) 28 (93,3) \nM. hominis, n (%) \n    Positivo \n    Negativo \n       \n31 (43,7) 15 (27,8) 4 (5,9)  11 (40,7) 4 (16,7) (0) \n40 (56,3) 39 (72,2) 64 (94,1)  16 (59,3) 20 (83,3) 30 (100) \nU. urealyticum, n (%) \n    Positivo \n    Negativo \n       \n6 (8,5) 2 (3,7) 0 (0)  1 (3,7) 0 (0) 0 (0) \n65 (91,5) 52 (96,3) 68 (100)  29 (77,8) 24 (100) 30 (100) \nU. parvum, n (%) \n    Positivo \n    Negativo \n       \n10 (14,1) 0 (0) 0 (0)  6 (22,2) 0 (0) 0 (0) \n61 (85,9) 54 (100) 68 (100)  21 (77,8) 24 (100) 30 (100) \nMicoplasma, n (%) \n    Sim \n    Não \n       \n39 (54,9) 29 (53,7) 36 (52,9)  16 (59,3) 8 (33,3) 16 (53,3) \n32 (45,1) 25 (46,3) 32 (47,1)  11 (40,7) 16 (66,7) 14 (46,7) \nHPV, n (%) \nPositivo \nNegativo \n       \n4 (5,9) 5 (9,6) 2 (3,0)  1 (3,7) (0) 1 (3,3) \n64 (94,1) 47 (90,4) 65 (97,0)  26 (96,3) 23 (100) 26 (96,9) \nN. gonorrhoeae, n (%) \nPositivo \nNegativo \n       \n0 (0) (0) 0 (0)  2 (6,7) 0 (0) 0 (0) \n71 (100,0) 54 (100) 68 (100)  28 (93,3) 24 (100) 30 (100) \n\n75 \n \n5.5 Perfil de coinfecção e proporção de microrganismos nos grupos de \nestudo \n  \n  A coinfecção no presente estudo está definida como a detecção de dois \nou mais microrganismos -alvo na mesma amostra clínica. Assim, o  perfil de \ncoinfecção dos grupos caso e controle foi analisado e está representado de duas \nformas. Na primeira forma, apresentada na Figura 5, apenas os Mollicutes foram \nincluídos. Houve di ferença estatisticamente significante na proporção da \ncoinfecção pelas espécies da classe Mollicutes, entre os grupos caso e controle \n(p < 0,05). Na segunda análise, apresentada na Figura 6, além dos Mollicutes \nforam incluídos os demais microrganismos (HPV  e N. gonorrhoeae). De forma \nsimilar, houve diferença estatisticamente significante na proporção da coinfecção \ndas espécies de microrganismos detectados entre os grupos caso e controle (p \n< 0,05). Em ambos resultados há maior diversidade de perfis de coinf ecção no \ngrupo caso em relação ao grupo controle nas amostras de swab endocervical e \nfluido peritoneal (Figuras 5A, 5B, 6A e 6B). A comparação do perfil de coinfecção \nnas amostras de tecido de biópsia entre os grupos mostra ou um perfil de \nsimilaridade entre os grupos (Figura 6C) ou de maior diversidade no grupo caso \n(Figura 5C).  \n As prevalências das coinfecções, em cada grupo de estudo, por amostra \nclínica analisada, podem ser observadas na íntegra nos apêndices G, H e I. Nas \namostras de swab endocervical, as maiores prevalências foram de M. genitalium \ne M. hominis (7,7%) e M. hominis e U. parvum (4,8%). Em todos os casos de \ncoinfecção observados nas amostras de swab endocervical, a prevalência foi \nmaior nas mulheres com endometriose quando comparado ao gr upo controle \n(Apêndice G). Nas amostras de fluido peritoneal, as maiores prevalências \nocorreram entre M. genitalium e M. hominis (9%) e M. genitalium e HPV (3,8%). \nAs prevalências de coinfecção também foram maiores no grupo caso quando \ncomparado ao grupo controle (Apêndice H). Ao analisar as amostras de tecido \nde biópsia, não foi observada predominância das prevalências em nenhum dos \ngrupos (caso e controle) do estudo (Apêndice I). \n \n \n \n\n76 \n \nFigura 5  – Proporção de detecção de Mollicutes em amostras de swab \nendocervical, fluido peritoneal  e tecido de biópsia obtidas de \nmulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), \nSão Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1. \n \n \nCaso Controle\n0\n50\n100\nNegativo\nMH\nUU\nUP\nMG + MH\nMG + UU\nMG + UP\nMH + UU\nMH + UP\nMG + MH + UU\nMG + MH + UP\nMG + MH + UU + UP\nP < 0,001\nA\nPorcentagem de mulheres\nCaso Controle\n0\n50\n100\nNegativo\nMH\nMG\nMG + MH\nMG + MH + UU\nP = 0,0083\nB\nPorcentagem de mulheres\nCaso Controle\n0\n50\n100\nNegativo\nMH\nMG\nMG + MH\nP = 0,0007\nC\nPorcentagem de mulheres  \nLegenda: MG: M. genitalium; MH: M. hominis; UU: U. urealyticum; UP: U. parvum.  (A) Amostras \nde swab endocervical; (B) Amostras de fluido peritoneal; (C) Amostras de tecido de biópsia. \nComparação de proporções por ANOVA – Two way com pós -teste de Bonferroni. Valor de \nsignificância estatística determinada no gráfico (p < 0,05). \n \n \n\n77 \n \nFigura 6 –  Proporção de detecção de micoplasmas e outros microrganismos de \ninteresse genital entre as mulheres com endometriose (caso) e sem \nendometriose (controle) em amostras de swab endocervical, fluido \nperitoneal e tecido de biópsia obtidas de mulheres com e sem \nendometriose, São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1. \n \nCaso Controle\n0\n50\n100\nNegativo\nMH\nUU\nUP\nMG + MH\nMG + UU\nMG + UP\nMH + UU\nMH + UP\nMG + MH + UU\nMG + MH + UP\nMG + MH + UU + UP\nP < 0,001\nA\nHPV\nHPV + MH\nHPV + UP\nHPV + MG + MH + UU\nNG\nPorcentagem de mulheres\nCaso Controle\n0\n50\n100\nNegativo\nMH\nMG\nMG + MH\nMG + MH + UU\nP = 0,0002\nB\nHPV + MG\nHPV + MH\nHPV + MG + MH\nPorcentagem de mulheres\nCaso Controle\n0\n50\n100\nNegativo\nMH\nMG\nMG + MH\nP < 0,0001\nC\nHPV\nHPV + MG\nPorcentagem de mulheres\n \nLegenda: MG: M. genitalium ; MH: M. hominis ; UU: U. urealyticum; UP: U. parvum ; HPV: \nPapilomavírus Humano; NG: N. gonorrhoeae.  (A) Amostras de swab endocervical; (B) Amostras \nde fluido peritoneal; (C) Amostras de tecido de biópsia. Comparação de proporções por ANOVA \n– Two way com pós-teste de Bonferroni. Valor de significância estatística determinada no gráfico \n(p < 0,05). \n \n\n78 \n \n5.6 Perfil de carga microbiana dos Mollicutes nas amostras  \n \nA carga microbiana foi calculada nos ensaios de qPCR, tomando como \nbase a curva padrão de cada experimento; permitindo assim, a quantificação \nrelativa.  No presente estudo, só foi possível comparar as cargas microbianas \ndos Mollicutes em não de HPV e N. go norrhoeae por conta do tipo de \nexperimento adotado (PCR para HPV) e pela prevalência baixa ou nula nas \namostras clínicas – apenas duas amostras foram positivas para N. gonorrhoeae \nnas amostras de swab endocervical – o que inviabiliza a análise estatística dos \ndados.  \nPara avaliar se a carga microbiana encontrada nas amostras clínicas \ndiferia entre os grupos caso e controle, foi feita a quantificação por meio da \nqPCR. Os grupos caso e controle foram comparados apenas quando a detecção \ndo microrganismo ocorre u em ambos os grupos de forma que permitisse a \nanálise estatística. A Figura 7  mostra o número de  cópias de DNA de cada \nmicrorganismo nos grupos c aso e controle  nas amostras de swab. Não foi \nobservada diferença estatisticamente significante entre os grupos caso (EDT) e \ncontrole para as espécies M. genitalium (EDT 48 ± 34 cópias/mL; Controle 90 ± \n87 cópias/mL;  p = 0,551), M. hominis (EDT 2,6 x 10 4 ± 1,4 x 10 6 cópias/mL; \nControle 2,5 x 10 4 ± 7,1 x 104 cópias/mL; p = 0,931), U. urealyticum (EDT 4,7 x \n104 ± 9,2 x 10 4 cópias/mL; Controle 1,0 x 10 4 ± 0 cópias/mL; p = 0,857) e U. \nparvum (EDT 2,9 x 10 4 ± 3,1 x 10 4 cópias/mL; Controle 6,7 x 10 4 ± 4,4 x 10 4 \ncópias/mL; p = 0,147).  A mesma análise foi feita para as cargas microbianas \ncom os dados de detecção nas amostras de fluido peritoneal (Figura 8). Como é \npossível observar, não houve diferença estatisticamente signific ante entre os \ngrupos caso (EDT) e controle para as espécies M. genitalium (EDT 100 ± 293 \ncópias/mL; Controle 37 ± 25 cópias/mL; p > 0,05), M. hominis (EDT 1,4 x 103 ± \n795 cópias/mL; Controle 1,1 x 10 3 ± 961 cópias/mL; p > 0,05) (Figura 8). Nas \namostras de tecido de biópsia, não houve diferença estatística na carga \nmicrobiana de M. genitalium  (EDT 77 ± 30 cópias/mL; Controle 81 ± 50 \ncópias/mL; p > 0,05) quando comparados os grupos (Figura 9). \n \n \n \n \n\n79 \n \n \n \nFigura 7 – Quantificação absoluta por qPCR do número de cópias de espécies  \nde micoplasmas  (Cópias/mL) em amostras de swab endocervical \nmulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), \nSão Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1. \n \nCaso (EDT) Controle\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107A\nqPCR M. genitalium\nCópias/mL\n \nCaso (EDT) Controle\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107B\nqPCR M. hominis\nCópias/mL  \nCaso (EDT) Controle\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107C\nqPCR U. parvum\nCópias/mL\nCaso (EDT) Controle\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107D\nqPCR U. urealyticum\nCópias/mL\n \nLegenda: (A) Número de cópias de M. genitalium nas amostras dos grupos caso e controle (Caso \nEDT: n = 10; Controle: n = 3) (B) Número de cópias de M. hominis nas amostras dos grupos caso \ne controle (Caso EDT: n = 31; Controle: n = 11);  (C) Número de cópias de U. parvum  nas \namostras dos grupos caso e controle (Caso EDT: n = 10; Controle n = 6); (D) Número de cópias \nde U. urealyticum nas amostras dos grupos caso e controle  (Caso EDT: n = 6; Controle n = 1) ;. \nDesvio padrão e medianas estão indicados por linhas sólidas nos gráficos. Análise estatística \nrealizada por Mann Whitney. p < 0,05. \n\n80 \n \nFigura 8 – Quantificação absoluta por qPCR do número de cópias de espécies    \nde Mollicutes em amostras de fluido peritoneal de mulheres com \nendometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – \nSP, 2014.2 – 2015.1. \nCaso (EDT) Controle\n100\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107A\nqPCR M. genitalium\nCópias/mL\nCaso (EDT) Controle\n100\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107B\nqPCR M. hominis\nCópias/mL\n \nLegenda: (A) Número de cópias de M. genitalium nas amostras dos grupos caso e controle (Caso \nEDT: n = 22 ; Controle: n = 05 ); (B) Número de cópias de M. hominis nas amostras dos grupos \ncaso e controle (Caso EDT: n = 15; Controle: n = 04). Desvio padrão e mediana estão indicados \npor linhas sólidas nos gráficos. Análise estatística realizada por Mann Whitney. p < 0,05.  \n \nFigura 9 – Quantificação absoluta por qPCR do número de cópias de espécies    \nde micoplasmas em amostras de tecido de biópsia em mulheres com \ne sem endometriose, São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1. \n                         \n                                         \nCaso (EDT) Controle\n101\n102\n103\n104\n105\n106\n107A\nqPCR M. genitalium\nCópias/mL  \nLegenda: (A) Número de cópias de M. genitalium nas amostras dos grupos caso e controle (Caso \nEDT: n = 09; Controle: n = 02). Desvio padrão e mediana estão indicados por linhas sólidas nos \ngráficos. Análise estatística realizada por Mann Whitney. p < 0,05. \n \n\n81 \n \n5.7 Detecção microbiana de acordo com o perfil clínico \n  \n Após definir o perfil clínico da população est udada e realizar a detecção \ndos microrganismos nas amostras clínicas, foi avaliada a possível associação \nentre a detecção dos microrganismos e os sintomas referidos pelas mulheres. \nNeste contexto, a detecção de U. parvum nas amostras de swab endocervical \nfoi relacionada à maior severidade do sintoma dispareunia (EAD ≥ 7; p = 0,019) \n(Tabela 6). Não houve associação dos demais microrganismos ( M. genitalium, \nM. hominis , U. urealyticum  e U. parvum ) detectados nas amostras de swab \nendocervical com  a maior severidade dos sintomas (p > 0,05). De maneira \nsimilar, não foi observada associação estatisticamente significante (p > 0,05) \nentre os microrganismos (Mollicutes, HPV e N. gonorrhoeae ) e os sintomas \nquando observada a prevalência destes nas amostr as de fluido peritoneal e de \ntecido de biópsia. Também não houve associação estatisticamente significante \ncom a variável infertilidade (p > 0,05) (Apêndices J, K e L).  \n \n \n\n82 \n \nTabela 6 – Detecção de Mollicutes em amostras de swab endocervical por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com \no perfil clínico de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – SP. \n  \nNota: Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 15 (n = 89); 2Dos pélvica cíclica: perda de 15 (n = 89); 3Dispareunia: perda de 16 (n = 88); 4Alterações \nintestinais cíclicas: perda de 14 (n = 90); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 14 (n = 90); 6Infertilidade: perda de 17 (n = 87) \n* Teste de Qui-quadrado: significância estatística quando p < 0,05  \nEAD: Escala Analógica de Dor.\nSintomas \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo para amostras de swab endocervical \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nDismenorreia (EAD), n (%)1 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n9 (69,2) 53 (69,7) 0,97 [0,23; 3,49] 1,000 30 (78,9) 32 (62,7) 2,22 [0,84; 5,84] 0,100 6 (85,7) 56 (68,3) 2,78 [0,31; 24,33] 0,593 11 (78,6) 51 (68,0) 1,72 [0,44; 6,76] 0,636 \n4 (30,8) 23 (30,3)    8 (21,1) 19 (37,3)    1 (14,3) 26 (31,7)    3 (21,4) 24 (32,0)    \nDor pélvica cíclica (EAD), n (%)2 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n5 (38,5) 30 (39,5) 0,94 [0,28; 3,20] 0,945 16 (42,1) 19 (37,3) 1,22 [0,51; 2,89] 0,643 2 (28,6) 33 (40,2) 0,59 [0,10; 3,24] 0,839 6 (42,9) 29 (38,7) 1,19 [0,37; 3,78] 0,768 \n8 (61,5) 46 (60,5)    22 (57,9) 32 (62,7)    5 (71,4) 49 (59,8)    8 (57,1) 46 (61,3)    \nDispareunia (EAD), n (%)3 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n4 (30,8) 31 (41,3) 0,63 [0,17; 2,23] 0,681 16 (42,1) 19 (38,0) 1,18 [0,50; 2,80] 0,697 2 (28,6) 33 (40,7) 0,58 [0,10; 3,18] 0,819 10 (71,4) 25 (33,8) 4,90 [1,39; 17,19] 0,019 \n9 (69,2) 44 (58,7)    22 (57,9) 31 (62,0)    5 (71,4) 48 (59,3)    4 (28,6) 49 (66,2)    \nAlt. intest. cíclicas (EAD), n (%)4 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n2 (15,4) 17 (22,1) 0,64 [0,13; 3,17] 0,857 10 (26,3) 9 (17,3) 1,70 [0,61; 4,72] 0,301 2 (28,6) 17 (20,5) 1,55 [0,22; 8,71] 0,983 2 (13,3) 17 (22,7) 0,52 [0,10; 2,55] 0,644 \n11 (84,6) 60 (77,9)    28 (73,7) 43 (82,7)    5 (71,4) 66 (79,5)    13 (86,7) 58 (77,3)    \nAlt. urin. cíclicas (EAD), n (%)5 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n1 (7,7) 11 (14,3) 0,50 [0,05; 4,23] 0,837 4 (10,5) 8 (15,4) 0,64 [0,18; 2,32] 0,722 1 (14,3) 11 (13,3) 1,09 [0,12; 9,94] 1,000 2 (13,3) 10 (13,3) 1,00 [0,19; 5,10] 1,000 \n12 (92,3) 66 (85,7)    34 (89,5) 44 (84,6)    6 (85,7) 72 (86,7)    13 (86,7) 65 (86,7)    \nInfertilidade, n (%)6 \n   Sim \n   Não \n                    \n5 (38,5) 31 (41,9) 0,86  [0,25; 2,90] 0,817 15 (40,5) 21 (42,0) 0,94 [0,39; 2,23] 0,891 3 (50,0) 33 (40,7) 1,45 [0,27; 7,65] 0,657 7 (43,8) 29 (40,8) 1,12 [0,37; 3,36] 0,831 \n8 (61,5) 43 (58,1)    22 (59,5) 29 (58,0)    3 (50,0) 48 (59,3)    9 (56,2) 42 (59,2)    \n \n82 \n\n83 \n \nFoi avaliada a relação entre a detecção de microrganismos nas amostras \nclínicas com o estadiamento da endometriose (I – IV) e o sítio mais grave \nacometido pela doença (peritoneal, ovariana ou profunda). Não houve \nassociação estatisticamente significante co m as espécies de Mollicutes. \n(Apêndice M, N e O) ou com os demais microrganismos (HPV e N. gonorrhoeae) \n(Tabela 7). Contudo, é válido destacar que ao ser avaliada a relação entre a \npresença de M. hominis  em amostras de fluido peritoneal e o perfil de \nestadiamento da endometriose, a significância estatística foi limítrofe (OR 3,55, \n95% IC 0,96 – 13,16 p = 0,050), como pode ser observado no apêndice N. Além \ndisso, é válido destacar que a detecção de HPV ocorreu de forma marcante \ndentre as mulheres com endomet riose profunda, nas três amostras analisadas \n(Tabela 7). \n\n84 \n \nTabela 7 – Perfil de Detecção de HPV por amostra clínica e de N. gonorrhoeae no swab endocervical, por meio da qPCR, e sua \nrelação com o estadiamento e tipo de endometriose. \n \nNota: Perda de observação: 1ASRM estádio: Swab HPV – perda de 36 (n = 68); Fluido HPV – perda de 52 (n = 52); Tecido de biópsia – perda de 37 (n = 67); \nSwab N. gonorrhoeae – perda de 33 (n = 71). \nNota: Perda de observação: 2Tipo de Endometriose:  Swab HPV - perda de 10 (n = 94); Fluido peritoneal HPV – perda de 29 (n = 75); Tecido de Biópsia HPV \n– Perda de 07 (n = 97); Swab N. gonorrhoeae – perda de 4 (n = 100).  \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n¥ Razão de Verossimilhança\nVariáveis \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo por amostra \nHPV \nSwab N. gonorrhoeae \nSwab endocervical Fluido peritoneal Tecido de biópsia \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nASRM estádio, n (%)1 \n     I e II \n   III e IV \n                    \n1 (25)) 34 (53,1) 0,29 [0,02;2,98] 0,349ɸ 2 (40,0) 26 (55,3) 0,53 [0,08; 3,52] 0,652ɸ 0 (0) 34 (52,3) ND - - 0 (0) 37 (52,1) ND -- -- \n3 (75) 30 (46,9)    3 (60,0) 21 (44,7)    2 (100) 31 (47,7)    0 (0) 34 (47,9)    \nTipo de Endom, n (%)2 \n   Sem Endometriose \n   Peritoneal \n   Ovariana \n   Profunda \n                    \n1 (20,0) 26 (29,2) 1,00  0,917¥ 0 (0) 23 (32,9) 1,00 -- -- 1 (33,3) 29 (30,9) 1,00  1,000¥ 2 (100) 28 (28,6) 1,00  -- \n0 (0) 15 (16,9) ND --  2 (40,0) 8 (11,4) ND --  0 (0) 13 (13,8) ND --  0 (0) 15 (15,3) ND --  \n0 (0) 2 (2,2) ND --  0 (0) 2 (2,9) ND --  0 (0) 2 (2,1) ND --  0 (0) 2 (2,0) ND --  \n4 (80,0) 46 (51,7) 0,44 [0,04; 4,16]  3 (60,0) 37 952,9) ND --  2 (66,7) 50 (53,2) 0,86 [0,75; 9,92]  0 (0) 53 (54,1) ND --  \n84 \n \n\n85 \n \nAo ser avaliada a relação entre a detecção de Mollicutes, HPV e N. \ngonorrhoeae, nas amostras clínicas de swab endocervical e o quadro clínico das \npacientes, não foi observada associação estatisticamente significante (Tabela 8, \n9 e 10).  \n \nTabela 8 – Detecção de Mollicutes, HPV e N. gonorrhoeae em amostras de swab \npor meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil \nclínico das pacientes incluídas. \n \nResultado qPCR \nAmostras de swab endocervical     \nGrupo Total \n(N = 104) \nOdds \nRatio \nIC 95% p* \nEndometriose (n = 73) Controle (n = 31) \nM. genitalium, n (%)1 \n    Positivo \n    Negativo \n      \n10 (14,1) 3 (11,1) 13 (13,3) 1,31 [0,33; 5,18] 0,698 \n61 (85,9) 24 (88,9) 85 (86,7)    \nM. hominis, n (%)1 \n    Positivo \n    Negativo \n      \n31 (43,7) 11 (40,7) 42 (42,9) 1,12 [0,45; 2,77] 0,794 \n40 (56,3) 16 (59,3) 56 (57,1)    \nU. urealyticum, n (%)1 \n    Positivo \n    Negativo \n      \n6 (8,5) 1 (3,7) 7 (7,1) 2,4 [0,27; 20,92] 0,415 \n65 (91,5) 26 (96,3) 91 (92,9)    \nU. parvum, n (%)1 \n    Positivo \n    Negativo \n      \n10 (14,1) 6 (22,2) 16 (16,3) 0,57 [0,18; 1,77] 0,330 \n61 (85,9) 21 (77,8) 82 (83,7)    \nMicoplasma, n (%)1 \n    Sim \n    Não \n      \n39 (54,9) 16 (59,3) 55 (56,1) 0,83 [0,34; 2,05] 0,700 \n32 (45,1) 11 (40,7) 43 (43,9)    \nHPV, n (%)2 \nPositivo \nNegativo \n      \n4 (5,9) 1 (3,7) 5 (5,3) 1,62 [0,17; 15,23] 1,000ɸ \n64 (94,1) 26 (96,3) 90 (94,7)    \nN. gonorrhoeae, n (%)3 \nPositivo \nNegativo \n      \n0 (0) 2 (6,7) 2 (2,0) 3,53 [2,58; 4,83] 0,086ɸ \n71 (100,0) 28 (93,3) 99 (98,0)    \nNota: Perda de observação: 1M. genitalium; M. hominis; U. urealyticum e U. parvum: perda de 6 \n(n = 98); 2HPV: perda de 9 (n = 95); 3N. gonorrhoeae: perda de 3 (n = 101). \n*Teste de Qui-quadrado, significante quando p < 0,05  \nɸTeste Exato de Fisher \n  \n\n86 \n \n \nTabela 9 – Detecção de Mollicutes, HPV e N. gonorrhoeae em amostras de fluido \nperitoneal por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação \ncom o perfil clínico das pacientes incluídas. \n \nNota: Perda de observação: 1qPCR para Mollicutes: perda de 26 (n = 78); 2Infecção por \nmicoplasmas: perda de 26 (n = 78); 3qPCR HPV: perda de 29 (n = 75); 4qPCR N. gonorrhoeae: \nperda de 26 (n = 78). \nND: Não definida \n*p valor estatisticamente significante se < 0,05.  \n†Teste de Qui-quadrado \n  \nResultado qPCR \nAmostras de Fluido Peritoneal     \nGrupo Total \n(N = 78) \nOdds \nRatio \nIC 95% p* \nEndometriose (n = 54) Controle (n = 24) \nM. genitalium, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n22 (40,7) 5 (20,8) 27 (34,6) 2,61 [0,84; 8,04] 0,088† \n32 (59,3) 19 (79,2) 51 (65,4)    \nM. hominis, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n15 (27,8) 4 (16,7) 19 (24,4) 1,92 [0,56; 6,56] 0,442† \n39 (72,2) 20 (83,3) 59 (75,6)    \nU. urealyticum, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n2 (3,7%) 0 (0) 2 (2,6) ND -- -- \n52 (96,3) 24 (100) 76 (97,4)    \nU. parvum, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n0 (0) 0 (0) 0 (0) ND -- -- \n54 (100) 24 (100) 78 (100)    \nMicoplasma no Fluido, n (%)2 \n       Sim \n       Não \n      \n29 (53,7) 8 (33,3) 37 (47,4) 2,32 [0,85; 6,32] 0,096† \n25 (46,3) 16 (66,7) 41 (52,6)    \nHPV, n (%)3 \n      Positivo \n      Negativo \n      \n5 (9,6) 0 (0) 5 (6,7) ND -- -- \n47 (90,4) 23 (100) 70 (93,3)    \nN. gonorrhoeae, n (%)4 \n      Positivo \n      Negativo \n      \n0 (0) 0 (0) 0 (0) ND  -- -- \n54 (100) 24 (100) 78 (100)    \n\n87 \n \n \nTabela 10 – Detecção de Mollicutes , HPV e N. gonorrhoeae em amostras de \ntecido por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com \no perfil clínico das pacientes incluídas. \nNota: Perda de observação: 1qPCR para microrganismos: perda de 6 (n = 98); 2qPCR para \nHPV: perda de 7 (n = 97); 3qPCR para N. gonorrhoeae: perda de 6 (n = 98).  \nND: Não definida \n*p valor estatisticamente significante se < 0,05.  \n†Teste de Qui-quadrado \nɸTeste de Fisher \nResultado qPCR \nAmostras de Tecido     \nGrupo Total \n(N = 98) \nOdds \nRatio \nIC 95% p* \nEndometriose (n = 68) Controle (n = 30) \nM. genitalium, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n9 (13,2) 2 (6,7) 11 (11,2) 2,13 [0,43; 10,54] 0,547† \n59 (86,8) 28 (93,3) 87 (88,8)    \nM. hominis, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n4 (64,0) 0 (0) 4 (4,1) ND -- -- \n64 (94,1) 30 (100) 94 (95,9)    \nU. urealyticum, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n0 (0) 0 (0) 0 (0) ND -- -- \n68 (100) 30 (100) 98 (100)    \nU. parvum, n (%)1 \n       Positivo \n       Negativo \n      \n0 (0) 0 (0) 0 (0) ND -- -- \n68 (100) 30 (100) 98 (100)    \nMicoplasma no Tec., n (%)1 \n       Sim \n       Não \n      \n36 (52,9) 16 (53,3) 52 (53,1) 1,03 [0,41; 2,32] 0,971† \n32 (47,1) 14 (46,7) 46 (46,9)    \nHPV, n (%)2 \n      Positivo \n      Negativo \n      \n2 (3,0) 1 (3,3) 3 (3,1) 0,89 [0,07; 10,23] 1,000ɸ \n65 (97,0) 29 (96,7) 94 (96,9)    \nN. gonorrhoeae, n (%)3 \n      Positivo \n      Negativo \n      \n0 (0) 0 (0) 0 (0) ND -- -- \n68 (100) 30 (100) 98 (100)    \n\n88 \n \n5.8 Padrões de resposta imune na população estudada \n \n A Figura 10 indica a relação entre a condição clínica de cada grupo de \npacientes e a concentração das citocinas na amostra de fluido peritoneal. É \npossível observar que IFN -γ teve produção aumentada no grupo de mulheres \ncaso infectadas por M. genitalium  (EDT + MG) quando comparadas com os \ngrupos controle (CN) (p = 0,049) e caso (EDT) (p = 0,012), ambos sem infecção \n(Figura 6A).  Perfil similar ocorreu para a produção de IL-1β (Figura 10B). Outra \ncitocina pró-inflamatória a qual também apresentou níveis elevados nos grupos \ncaso (EDT e EDT+ MG) em comparação ao grupo controle (CN) foi IL-6 (Figura \n10F). A diferença entre os grupos foi estatisticamente significante e  indicam \nmaior produção da citocina relacionada à doença e, em concentração menor, \nquando associada à infecção por M. genitalium. É válido ressaltar que, assim \ncomo mostrado no apêndice G,  63% das pacientes caso e positivas para M. \ngenitalium tinham endometriose profunda. As citocinas IL-12, IL-13, IL-18, TNF-\nα e IL -10 não apresentaram concentrações com diferença estatisticamente \nsignificante entre os grupos. Outras citocinas avaliadas no fluido peritoneal, \nneste mesmo ensaio, apresentaram valores de dosage ns abaixo do limite de \ndetecção da curva padrão de referência e não estão representadas.  \n\n89 \n \nFigura 10  – Quantificação de citocinas em amostras de fluido peritoneal de \nmulheres sem endometriose (grupo controle) e mulheres com \nendometriose (grupo caso).  \nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n200\n400\n600\n800\n1000\np = 0,0127\np = 0,049\nA\nIFN- (pg/mL)\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n10\n20\n30\n40\n50\n50\n100\n150\n200\np = 0,0291\np = 0,0176\nB\nIL-1  pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n5\n10\n15\n20\nC\nIL-12 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n10\n20\n30\n40\nD\nIL-13 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n500\n1000\n1500\nEIL-18 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n200\n400\n600\n800\n1000\n2000\n4000\n6000\n8000\np < 0,001\np = 0,0467\nF\nIL-6 (pg/mL)\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\nEDT + UU\n0\n50\n100\n150\nG\nTNF-  (pg/mL)\nCN\nCN + MGCN + MH\nEDT\nEDT + MGEDT + MHEDT + UU\n0\n50\n100\n150\n200\nH\nIL-10 (pg/ml)\n \nLegenda: CN: Mulheres controle sem infecção por micoplasmas; CN + MG: Mulheres controle \npositivas para M. genitalium ; CN + MH: Mulheres controle positivas para M. hominis ; EDT: \nMulheres caso sem infecção por micoplasmas; EDT + MG : Mulheres caso positivas para M. \ngenitalium; EDT + MH: Mulheres caso positivas para M. hominis ; EDT + UU: Mulheres caso \npositivas para U. urealyticum. (A) INF -γ; (B) IL -1β; (C) IL -12; (D) IL -13; (E) IL -18; (F) IL -6; (G) \nTNF-α; (H) IL-10. Dados expressos pela Média ± Desvio Padrão. p < 0,05. \n \n  \n\n90 \n \nAs Figuras 11 e 12 apresentam as dosagens das citocinas nos tecidos de \nbiópsia obtidos de mulheres com e sem endometriose, infectadas ou não por \nMollicutes. O grupo controle infectado com M. genitalium (CN + MG) apresentou \nníveis mais elevados de produção de IFN-γ quando comparado ao grupo controle \nnão infectado (CN; p = 0,005) e ao grupo caso também infectado com M. \ngenitalium (EDT + M. genitalium; p =0,022) (Figura 11A). As citocinas IL-18 e IL-\n13 apresentaram níveis mais altos no grupo controle infectado com M. genitalium \n(CN + MG) quando comparado ao grupo controle não infectado (CN; p < 0,05) \n(Figura 11B e 11E). Nas figuras 12B e 12E, de forma similar, TNF -α e IL -23 \napresentaram níveis mais elevados  no grupo controle infectado com M. \ngenitalium (CN + MG) quando comparado ao grupo controle não infectado (CN; \np < 0,05). As demais citocinas analisadas não apresentaram diferenças \nsignificativas em seus níveis de produção, quando comparados os grupos (p >  \n0,05). \n\n91 \n \nFigura 11  – Quantificação de citocinas em amostras de tecido de biópsia de \nmulheres sem endometriose (grupo controle) e mulheres com \nendometriose (grupo caso).  \n \nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0100200300400500\n2000\n4000\n6000\n8000\n10000\n10000\n15000\n20000\n25000 p = 0,0059\np = 0,0225\nA\nIFN- (pg/mL)\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n2000\n4000\n6000\n8000\np = 0,0017\nB\nIL-18 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n50\n100\n150\n200\n250\nC\nIL-1  pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n50\n100\n150\nD\nIL-12 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n50\n100\n150\np = 0,0094\nE\nIL-13 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n50\n100\n150\n200\n250\nF\nIL-5 (pg/ml)\n \nLegenda: CN: Mulheres controle sem infecção por micoplasm as; CN + MG: Mulheres controle \npositivas para M. genitalium ; CN + MH: Mulheres controle positivas para M. hominis ; EDT: \nMulheres caso sem infecção por micoplasmas; EDT + MG: Mulheres caso positivas para M. \ngenitalium; EDT + MH: Mulheres caso positivas para  M. hominis; (A) INF-γ; (B) IL-18; (C) IL-1β; \n(D) IL-12; (E) IL-13; (F) IL-6. Dados expressos pela Média ± Desvio Padrão. \n \n\n92 \n \nFigura 12  – Quantificação de citocinas em amostras de tecido de biópsia de \nmulheres sem endometriose (grupo controle) e mulheres com  \nendometriose (grupo caso). \nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n100\n200\n300\n1000\n2000\n3000\nA\nIL-6 (pg/mL)\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n100\n200\n300\np = 0,0498\nB\nTNF-  (pg/mL)\nCN\nCN + MG\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n10\n20\n30\n40\nC\nIL-17 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n50\n100\n150\n200\n250\nD\nIL-21 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n100\n200\n300\n400\n500\np = 0,0160\nE\nIL-23 pg/mL\nCN\nCN + MG\nCN + MH\nEDT\nEDT + MG\nEDT + MH\n0\n50\n100\n150\n200\n250\nF\nIL-9 (pg/ml)\n \nLegenda: CN: Mulheres controle sem infecção por micoplasmas; CN + MG: Mulheres controle \npositivas para M. genitalium ; CN + MH: Mulheres controle positivas para M. hominis ; EDT: \nMulheres caso sem infec ção por micoplasmas; EDT + MG: Mulheres caso positivas para M. \ngenitalium; EDT + MH: Mulheres caso positivas para M. hominis; (A) IL-6; (B) TNF-\n -17; \n(D) IL-21; (E) IL-23; (F) IL-9. Dados expressos pela Média ± Desvio Padrão. \n\n93 \n \n5.9 Perfil da expressão gênica na população estudada \n \n As figuras de 13 a 17 mostram a análise de expressão de genes ligados \nàs vias de ativação das respostas imunológicas inata e adquirida  em amostras \nde tecido de biópsia e fluido peritoneal . A Figura 13 mostra que, dos 84 genes \nanalisados, 11 estavam em upregulation (verde) e dois estavam em \ndownregulation (vermelha), quando comparados os tecidos de biópsia de lesão \nde endometriose (grupo caso) e o tecido de biópsia de peritônio sadio (grupo \ncontrole). Houve diferença estatística entre os dois grupos para todos os genes \nque estavam em upregulation (TLR8, TLR2, TLR1, IL1R1, IL1B, IFNG, IFNB1, \nCRP, CD86, CASP1 e APCS). Dos genes em downregulation, apenas IFNAR1 \napresentou diferença estatisticame nte significante entre os dois grupos (p < \n0,05). Não foi observado diferença de expressão gênica entre mulheres com \nendometriose com ou sem M. genitalium. \n \nFigura 13 – Análise de expressão gênica no tecido de biópsia de mulheres com \nendometriose (grupo ca so) comparado com tecido de biópsia de \nmulheres sem endometriose (grupo controle). \n-3 -2 -1 0 1 2\nAPCS\nCASP1\nCD86\nCRP\nFOXP3\nIFNAR1\nIFNB1\nIFNG\nIL1B\nIL1R1\nTLR1\nTLR2\nTLR8 *\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\nRegulation\n \nLegenda: Upregulation (verde) e downregulation (vermelho) de genes ligados às vias de ativação \ndas respostas imunológicas inata e adquirida.  Significância estatística (p<0,05) é representada \npor asterisco (*) (teste não paramétrico Mann -Whitney - One-tailed test, GraphPad Prism® \nversion 6.01). \n\n94 \n \nA Figura 14, por sua vez, mostra a análise de expressão gênica de células \npresentes no fluido peritoneal de mulheres com endometriose (grupo caso) e \nsem endometriose (grupo controle). Na figura observa -se que, nas células, o \nperfil de downregulation ocorreu par a a maior parte dos genes; 28 no total. \nDestes, cinco apresentaram diferença estatisticamente significante entre os \ngrupos (SLC11A1, NLRP3, NFKBIA, ITGAM e CD80). Os dois genes que em \nupregulation não apresentaram diferença estatisticamente significante en tre os \ngrupos (p > 0,05). \n\n95 \n \nFigura 14  – Análise de expressão gênica nas células do fluido peritoneal de \nmulheres com endometriose (grupo caso) comparado fluido \nperitoneal de mulheres sem endometriose (grupo controle). \n \n               \n-10 -5 0 5\nC3\nCCR8\nCD14\nCD40\nCD80\nCXCR3\nGATA3\nIFNAR1\nIL10\nIL17A\nIL1A\nIL1R1\nIL23A\nCXCL8\nITGAM\nLYZ\nMBL2\nMPO\nNFKBIA\nNLRP3\nSLC11A1\nSTAT6\nTBX21\nTICAM1\nTLR2\nTLR3\nTLR4\nTLR7\nTLR9\nTRAF6\n*\n*\n*\n*\n*\nRegulation\n \nLegenda: Upregulation (verde) e downregulation (vermelho) de genes ligados as vias de ativação \ndas respostas imunológicas inata e adquirida.  Significância estatística (p<0.05) é representada \npor asterisco (*) (teste não paramétrico Mann -Whitney - One-tailed test, GraphPad Prism® \nversion 6.01). \n\n96 \n \nNa figura 15, é possível observar o perfil de expressão gênica das células \npresentes no fluido peritoneal de mulheres com endometriose e infectadas por \nM. genitalium, em comparação com mulheres também com endometriose e sem \ninfecção por nenhum dos Mollicutes pesquisados nas amostras. Observou-se a \nacentuação do perfil em downregulation de uma quantidade ainda maior de \ngenes (n = 46). Ao todo, oito genes em downregulation apresentaram diferença \nestatisticamente significante entre os grupos ( TYK2, TBX21, STAT1, MX1, IL5, \nHLA-A, CD86 e CD14).  \n\n97 \n \nFigura 15  – Análise de expressão gênica de células presentes no fluido \nperitoneal de mulheres com endometriose positivas para M. \ngenitalium comparado com células presentes no fluido peritoneal \nde mulheres com endometriose sem infecção por micoplasmas. \n-15 -10 -5 0 5\nAPCS\nC3\nCASP1\nCCR4\nCCR5\nCCR6\nCCR8\nCD14\nCD4\nCD40\nCD40LG\nCD86\nCXCR3\nDDX58\nFASLG\nHLA-A\nHLA-E\nICAM1\nIFNA1\nIFNB1\nIFNG\nIFNGR1\nIL1B\nIL1R1\nIL2\nIL23A\nIL4\nIL5\nIL6\nIRAK1\nMAPK8\nMPO\nMX1\nNFKB1\nNOD1\nRAG1\nRORC\nSTAT1\nSTAT3\nTBX21\nTLR1\nTLR2\nTLR3\nTLR4\nTLR8\nTNF\nTYK2 *\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\nRegulation\n \nLegenda: Upregulation (verde) e down-regulation (vermelho) de genes ligados as vias de \nativação das respostas imunológicas inata e adquirida.  Significância estatística (p<0.05) é \nrepresentada por asterisco (*) (teste não paramétrico Mann-Whitney - One-tailed test, GraphPad \nPrism® version 6.01). \n\n98 \n \n A Figura 16, mostra o perfil de expressão gênica das células presentes no \nfluido peritoneal de mulheres com endometriose. Contudo, compara -se o grupo \nde mulheres infectadas por M. hominis e de mulheres também com endometriose \ne sem infecção por nenhum dos Mollicutes pesquisados nas amostras. \nObservou-se que na presença de M. hominis o perfil de expressão muda para a \nacentuação da upregulation de diversos genes (n = 42). Destes, quatro genes \nem upregulation (STAT6, MAPK1, IRF3  e GATA3) apresentaram diferença \nestatisticamente significante entre os grupos (p< 0,05). Apenas dois genes \nestavam em downregulation, um deles (CD4) apresentou diferença \nestatisticamente significante entre os grupos (p< 0,05). \n\n99 \n \nFigura 16  – Análise de expr essão gênica de células presentes no fluido \nperitoneal de mulheres com endometriose positivas para M. \nhominis comparado com células presentes no fluido peritoneal de \nmulheres com endometriose sem infecção por micoplasmas.  \n-10 0 10 20\nAPCS\nCCR6\nCCR8\nCD4\nCD40\nCD80\nCRP\nCSF2\nCXCL10\nDDX58\nFOXP3\nGATA3\nIFNA1\nIFNAR1\nIL10\nIL13\nIL17A\nIL18\nIL1A\nIL2\nIL23A\nIL4\nCXCL8\nIRF3\nLY96\nLYZ\nMAPK1\nMBL2\nMPO\nMX1\nMYD88\nNFKBIA\nNLRP3\nNOD1\nNOD2\nRORC\nSLC11A1\nSTAT6\nTLR1\nTLR5\nTLR6\nTLR7\nTLR9\nTRAF6\n*\n*\n*\n*\n*\nRegulation\n \nLegenda: Upregulation (verde) e down-regulation (vermelho) de genes ligados as vias de \nativação das respostas imunológicas inata e adquirida.  Significância estatística (p< 0.05) é \nrepresentada por asterisco (*) (teste não paramétrico Mann-Whitney - One-tailed test, GraphPad \nPrism® version 6.01). \n\n100 \n \nA Figura 17, mostra o perfil de expressão gênica das células presentes no \nfluido peritoneal de mulheres com endometriose e infecta das por qualquer \nmicoplasma em comparação com mulheres também com endometriose e sem \ninfecção por nenhum dos micoplasmas. Observa -se que o perfil de \ndownregulation prevalece para a maioria dos genes analisados (n = 30). Apenas \num gene apresentou upregulation. Dentre os genes em downregulation, sete \ngenes ( TBX21, MAPK8, IRAK1, IFNGR1, HLA-A e CDA4) apresentaram \ndiferença estatisticamente significante entre os grupos (p< 0,05). \n  \n\n101 \n \nFigura 17  – Análise de expressão gênica de células presentes no fluido \nperitoneal de mulheres com endometriose positivas para qualquer \nmicoplasma comparado com células presentes no fluido \nperitoneal de mulheres com endometriose sem infecção por \nmicoplasmas.  \n \n-8 -6 -4 -2 0 2 4\nAPCS\nC3\nCCR4\nCCR5\nCD14\nCD4\nCD40LG\nCXCR3\nHLA-A\nHLA-E\nIFNA1\nIFNB1\nIFNG\nIFNGR1\nIL1B\nIL1R1\nIL2\nIL4\nIL5\nIL6\nIRAK1\nLYZ\nMAPK8\nRAG1\nSLC11A1\nTBX21\nTLR2\nTLR3\nTLR4\nTLR8\nTYK2\n*\n*\n*\n*\n*\n*\n*\nRegulation\n \nLegenda: Upregulation (verde) e downregulation (vermelho) de genes ligados as vias de ativação \ndas respostas imunológicas inata e adquirida.  Significância estatística (p<0.05) é representada \npor asterisco (*) (teste não paramétrico Mann -Whitney - One-tailed test, GraphPad Prism® \nversion 6.01). \n\n102 \n \n6 DISCUSSÃO \n \n Descrita há mais de 300 anos,  a endometriose ainda é uma doença \nsubdiagnosticada. Nas últimas décadas, testemunhou -se evolução na \ncompreensão de diferentes aspectos associados à doença. Contudo, \ncompreender a patogênese e patofisiologia da doença é ainda essencial para \nmelhor diagnóstico e tratamento  (BURNEY; GIUDICE, 2012). O diagnóstico da \ndoença pode demorar de 3,8 a 7 anos  para ser feito. Isto provoca significativo \nimpacto na qualidade de vida da mulher pela característica debilitante  (HUSBY; \nHAUGEN; MOEN, 2003; SANTOS et al., 2012). O diagnóstico tardio ocorre pela \ninespecificidade do quadro clínico e a necessidade do diagnóstico cirúrgico \n(BELLELIS et al., 2011; BURNEY; GIUDICE, 2012). \nDiferentes fatores de risco foram associados à endometriose como; idade, \nraça, altura, peso, status socioeconômico, outros (ACIEN; VELASCO, 2013;  \nMISSMER et al., 2004) . Dentre os fatores mencionados neste estudo, não \nobservamos associações estatisticamente significantes (p > 0,05) com a doença, \nexceto com o gra u de instrução das mulheres (p = 0,015).  Não sabemos ainda \nporque mulheres com maior grau de instrução estão associadas à prevalência \nda doença. Pesquisadores sugerem associação com o nível socioeconômico \nmais elevado que facilita ria o acesso à assistência  médica de forma precoce  \n(HEMMINGS et al., 2004;  MOINI et al., 2013) .  C onsideramos que o estilo de \nvida da mulher na atualidade, com altos níveis de estresse, por conta da busca \npor sucesso profissional, tendência de ter menos filhos e adiamento da gravidez \ncontribuam para o perfil observado. \nPacientes com endometriose apresentam como queixas frequentes \nsintomas como: dismenorreia, dor pélvica crônica, dispareunia de profundidade, \nalterações intestinais e urinárias cíclica s como dor ou sangramento ao \nevacuar/urinar, durante o período menstrual, além de referirem infertilidade  \n(BELLELIS; PODGAEC; ABRÃO, 2014; RIAZI et al., 2015) . Portanto, os \nresultados obtidos no presente estudo estão de acordo com a literatura pela \nassociação da doença com os sintomas dismenorreia e dispareunia na \npopulação estudada (EAD ≥ 7). Em conformidade com a literatura, a infertilidade \nfoi outro fator associado à endometriose neste estudo. É válido ressaltar que, ao \nanalisarmos apenas a presença ou ausência de cada sintoma, os sintomas dor \n\n103 \n \npélvica acíclica e alterações intestinais cíclicas também foram estatisticamente \nassociados ao grupo caso (p < 0,05) (Dado não mostrado). Apesar deste perfil \nclínico descrito na literatura, a prevalência destes sintomas pode variar \nconsideravelmente nas pacientes (de 30% a 80%)  (HEMMINGS et al., 2004;  \nPERRY, 2005) . O diagnóstico da endometriose ainda é um assunto de \npreocupação e recomenda-se a abordagem mais criteriosa e compreensiva dos \nachados clínicos de cada paciente para diagnóstico e manejo precoce (RIAZI et \nal., 2015). \n No presente estudo, o  uso de terapia hormonal pelas pacientes foi \nassociado à endometriose. Acreditamos que isto tenha ocorrido pois esta é uma \ndas alternativas da rotina clínica para tratamento de pacientes com endometriose \nque apresentam os sintomas de forma acentuada (MELIS et al., 2016). Assim, é \ncompreensível que muitas solicitassem o tratamen to para que melhorassem os \nsintomas e, consequentemente, sua qualidade de vida até a cirurgia. Neste \ncontexto, dentre os diferentes medicamentos disponíveis, são amplamente \nutilizados os agonistas de GnRH  (GnRHa) (MELIS et al., 2016) . Estes \nmedicamentos atuam provocando um estado hipoestrogênico no organismo das \npacientes com diminuição da doença e melhora dos sintomas (BULLETTI et al., \n2010). Em contrapartida, mulheres tratadas c om GnRHa com e sem \nendometriose podem estar mais expostas à colonização bacteriana intrauterina. \nIsto ocorreria justamente em decorrência do estado hipoes trogênico provocado \npelo tratamento. Esteroides, especialmente o estrogênio, são responsáveis por \nregular o número de peptídeos antimicrobianos (com o defensinas e inibidor de \nprotease secretada por leucócitos) no trato genitourinário e tubas uterinas  \n(KHAN et al., 2016). \n Após o início da vida sexual, diversos microrganismos podem ser \nencontrados no trato urogenital das mulheres. Micoplasmas por sua vez podem \nser isolados do trato genital inferior de indivíduos saudáveis e mais comumente \nde indivíduos com distúrbios de etiologia infecciosa  (WAITES et al., 2005) . As \nespécies M. hominis, M. genitalium, U. urealyticum e U. parvum têm sido mais  \nassociadas a diferentes distúrbios , como doença inflamatória pélvica (DIP), \ninfertilidade e uretrite não gonocócica (UNG) (TAYLOR-ROBINSON et al., 2012). \nTendo em vista que apenas infecções por HIV e Treponema pallidum, agente \netiológico da sífilis, são de notificação obrigatória no Sistema de Agravos de \n\n104 \n \nNotificação (SINAN) no Brasil, dados epidemiológicos das Infecções \nSexualmente Transmissíveis (ISTs), em âmbito nacional, ainda são escassos \n(BRASIL, 2012).  \nAssim, conforme proposto neste estudo, foi aplicada a metodol ogia da \nqPCR para detectar microrganismos de importância genital em amostras \nclínicas, para fornecer mais dados epidemiológicos nacionais das ISTs, além de \navaliar as possíveis implicações destes agentes na etiopatogênese da \nendometriose. Apesar do ainda alto custo para os serviços de saúde \n(NASCIMENTO, et al., 2010), a qPCR foi o método escolhido para este estudo \ndevido a sua maior sensibilidade na detecção  de microrganismos fastidiosos, \ncomo micoplasmas, quando comparado à cultura (AMIRMOZAFARI et al., 2009; \nSONAWANE; TRIPATHI, 2013). \nDentre os Mollicutes estudados, M. genitalium é descrito atualmente como \numa IST emergente (MUNOZ; GOJE, 2016; SONNENBERG et al., 2015) . Esta \nespécie é um dos a gentes etiológicos da UNG em homens, e de in flamação \ncervical, de síndromes do trato genital superior, como a doença inflamatória \npélvica (DIP) e infertilidade em mulhere s (MOBLEY et al., 2012) . Contudo, \nabordagens ou controvérsias da literatura dificultam a compreensão da \nparticipação de M. genitalium  na infecção e seu impacto na saúde humana.   \nAssim, seu papel na DIP, infertilidade e gravidez ainda não é conhecido e, \nportanto, ainda faltam estudos nesta área (MUNOZ; GOJE, 2016).  \nNo presente estudo, foi observada a prevalência de 13% de M. genitalium \nnas amostras de swab endocervical. Os resultados da literatura mencionam que \nas prevalências deste micoplasma variaram de 0% a 42%  (FALK; FREDLUND; \nJENSEN, 2005; SETHI et al., 2012). No presente estudo, a prevalência foi maior \ndo que em outro estudo realiz ado no sul do Brasil (0,9%) por meio da PCR \nconvencional (ANDERSEN et al., 2007) e menor do que em nosso estudo prévio \n(32,2%) com uso da qPCR em pacientes do Nordeste do país (CAMPOS et al. , \n2015). Como observado, a prevalência deste microrganismo em amos tras de \nswab endocervical pode variar bastante. As diferenças nos métodos utilizados e \no contexto sociocultural no qual cada estudo foi realizado  podem justificar as \nvariações. Neste sentido, revisões sistemáticas e a realização de estudos que \navaliem as p ossíveis variáveis com viés epidemiológico poderiam justificar \nmelhor esta relação.  \n\n105 \n \nA participação de M. hominis nas infecções genitais ainda é controverso, \npincipalmente por não haver consenso se esta espécie faz  parte da microbiota \ndo trato reprodutor feminino (LARSEN; HWANG, 2010) . De fato, estudo \nrealizado por Astrauskiene et al., (2012)  reportou prevalência de 3,3% em \nmulheres lituanas virgens, o que reforça este argumento. Contudo, é preciso \nsalientar que prev alências de 1,3% e 2,6%  (MAEDA et al., 2004) , 12,1% \n(JOMBO; ENENEBEAKU, 2008) e 16,5% (DOH et al., 2004)  já foram descritas \nem mulheres com e sem distúrbios genitais. Em estudo realizado também no \nsudeste do Brasil, prevalência de 21,9% foi descrita (RODRIGUES et al., 2011). \nOutro estudo recente realizado com mulheres na cidade de São Paulo, atendidas \nem clínica de diagnóstico laboratorial não governamental, reportou prevalência \nde 3,42% (MILANEZI et al., 2016). A alta prevalência descrita no presente estudo \n(43%), quando analisadas amostras de swab endocervical, pode estar associada \nao método diagnóstico empregado quando comparado aos demais estudos, os \nquais, majoritariamente, utilizaram a PCR convencional ou a cultura como \nmétodos. Nesse contexto, um exem plo é o estudo prévio realizado por nosso \ngrupo de pesquisa que reportou prevalência de 15,9% quando utilizada a PCR \nconvencional e de 31,8% (CAMPOS et al., 2015) quando utilizada a qPCR. Além \ndisso, fatores associados ao contexto geográfico e social de ca da população \npodem justificar a variação da prevalência.   \n Espécies do gênero Ureaplasma estão envolvidas na patogênese de \ndiversas doenças, como uretrite não -gonocócica e não -clamidial em homens, \nvaginose bacteriana, corioamnionite e eventos como  parto prematuro (PATEL; \nNYIRJESY, 2010; WAITES et al., 2005) . Prevalência de 7% e 16% foram \nobservadas para U. urealyticum e U. parvum , respectivamente, dentre as \npacientes do presente estudo, sendo estes resultados não muito diferente s de \noutros estudos. Cunningham et al., (2013) descreveram prevalência de 12% para \nU. urealyticum em amostras do trato geniturinário e, em estudo realizado por  \nBERLE et al. , (2012), na Rússia, descreveram prevalência similar (12,8%) em \namostras de urina. Ambos os trabalhos utilizaram  a qPCR como método \ndiagnóstico. De forma interessante, a prevalência da infecção pelo gênero \nUreaplasma sp. no presente estudo (21%), não foi alta como  observada em \noutros trabalhos que reportaram prevalências de 41% (CUNNINGHAM et al., \n2013) e 41,7%  (YAMAZAKI et al., 2012) . Por outro lado, como esperado, a \n\n106 \n \nprevalência de U. parvum foi maior que a de U. urealyticum como descrito por \noutros autores (BAO et al., 2010;  DE FRANCESCO et al., 2009;  GUPTA et al., \n2009;  HUMBURG et al., 2012). \n O HPV é consi derado causa necessária para o desenvolvimento do \ncâncer cervical; quarto tipo de câncer mais comum nas mulheres em todo o \nmundo (IARC, 2012). No presente estudo, 5% das amostras clínicas de swab \nendocervical foram qPCR-positivas. A prevalência descrita no  período de 1989 \na 2008 em diferentes estados do Brasil (São Paulo, Pará, Pernambuco, Paraíba, \nRio Grande do Sul, Santa Catarina, Ceará e Rio de Janeiro) variou de 13,7% a \n54,3% (AYRES; SILVA, 2010). A baixa prevalência, ao compararmos com outros \nestudos nacionais, pode estar associada ao perfil da população atendida nas \nclínicas (maior número de mulheres com ensino superior completo), aliado à \nqualidade do serviço em acompanhar as mulheres por meses até o momento da \ncirurgia com exames constantes.  \n Neisseria gonorrhoeae, agente etiológico da IST gonorreia ou blenorragia, \npode causar cervicite, doença inflamatória pélvica e infertilidade nas mulheres. \nComumente infecta a cérvix uterina de forma assintomática (ASHSHI et al., \n2015). No presente estudo, foi de tectada apenas em amostras de swab \nendocervical, com prevalência de 1,9%. Este dado está de acordo com a \nprevalência encontrada nas américas, dentre as mulheres (2,0%) (WHO, 2014). \nA maior incidência normalmente ocorre em adultos jovens (15 a 29 anos) e, e m \nmuitos países, em homens que fazem sexo com homens (BIGNELL et al., 2013).  \n Até o momento, não foram encontrados estudos que relacionassem a \npesquisa de micoplasmas em amostras de fluido peritoneal e/ou tecido de \nbiópsia da cavidade abdominal com a endo metriose. O s dados apresentados \nevidenciam de forma interessante a tendência da diminuição da prevalência da \nmaioria dos Mollicutes (M. hominis , U. urealyticum , U. parvum ) quando \navaliadas, nesta ordem: amostras de swab endocervical, fluido peritoneal e lesão \nde endometriose/peritônio sadio. Para M. hominis, as prevalências para as três \namostras clínicas foram de 43%, 17,9% e 3,8%  respetivamente. Para U. \nurealyticum foram de 7,0%, 1,9% e 0% respectivamente. Para U. parvum, foram \nde 16,0%, 0% e 0%  respectivamente. Esta tendência observada, em teoria, \nacompanha a hipótese proposta por Khan et al., (2016) de que o fluxo retrógrado \nda menstruação carrearia parte dos microrganismos através das trompas de \n\n107 \n \nfalópio, alcançando os  ovários. Acreditamos que, assim como proposto pela \nteoria de Sampson, ao alcançar tal sítio anatômico este tecido seria extravasado \npara a cavidade peritoneal. Esta hipótese, também proposta por  Khan et al. \n(2016), explicaria os achados de microrganismos nas amostras de fluido \nperitoneal e de tecido colhido da cavidade abdominal. A hipótese proposta por \nestes autores é reforçada pelos achados destes em seus estudos, nos quais \nevidenciaram a presença de diferentes microrganismos (Staphylococcus aureus, \nEscherichia coli, Candida sp, Gardnerella sp. dentre outros) na cavidade uterina \n(KHAN et al., 2010; KHAN et al., 2014) , além do fluido cístico ovariano em \nmulheres com endometriose (KHAN et al., 2016)  e indícios de  colonização da \ncavidade peritoneal  ao reportarem a presença de endotoxinas em fluido \nperitoneal (KHAN et al., 2010) . As evidências demonstradas por estes autores \nreforçam a hipótese de que a cavidade uterina e demais sítios anatômicos onde \nsão encontradas lesões de endometriose podem ser colonizados com frequência \ndada a dinâmica proposta pela teoria de Sampson.  É válido ressaltar que os \nestudos citados (KHAN et al., 2010; KHAN et al., 2014) utilizaram a cultura como \nmétodo de detecção e, portanto, atestam a viabilidade destes microrganismo s \nnas amostras clínicas obtidas, diferente do método adotado no presente estudo. \nApesar das dificuldades inerentes ao cultivo de microrganismos fastidiosos, \ncomo micoplasmas, seria desafiador, porém interessante e recomendável, \nestudo futuro e mais extenso com uso desta abordagem.  \n Assim, em nosso estudo, apesar da ausência de dados em literatura, \npropõe-se duas explicações para a diminuição da prevalência destes \nmicrorganismos nas amostras clínicas  na ordem swab endocervical, fluido \nperitoneal e tecido de  biópsia: (i) durante a migração do tecido por meio da \nmenstruação retrógrada haveria a diminuição da carga microbiana dos \nmicrorganismos ao longo do trajeto, (ii) como o fluido peritoneal se apresenta \ncomo um ultrafiltrado do plasma sanguíneo extravasado através do peritônio, o \nacúmulo natural deste em determinadas regiões anatômicas da pelve como o \nFundo de Saco de Douglas, favoreceria a amostragem de material proveniente \nde diferentes regiões anatômicas ao mesmo tempo. Isto justificaria também a \nprevalência menor encontrada nos tecidos de ambos os grupos por se tratar de \namostra restrita a determinada região anatômica e, ainda, ao fato de que nem \ntodas as amostras analisadas foram de lesões superficiais. \n\n108 \n \nDe forma interessante e intrigante, os achados para  M. genitalium foram \ndiferentes dos demais microrganismos e não apresentaram o mesmo padrão \nobservado. As prevalências encontradas nas amostras de swab endocervical, \nfluido e tecido foram de 13,0%, 25,5% e 10,4%  respectivamente. Aspectos \nassociados à epidemiologia e patogenicidade de M. genitalium podem ajudar a \nexplicar estes achados. Grzesko et al. , (2009) reportaram a detecção de M. \ngenitalium em 8,4% das amostras de líquido obtido da cavidade abdominal de \nmulheres, prevalência menor que a observada no presente estudo. Estudo \nrealizado por Manhart et al., (2004) reportaram a prevalência de 16% em \namostras de biópsia de endométrio de mulheres co m endometrite aguda \n(MANHART, et al., 2004). Outro estudo realizado por Ashshi et al., (2015), por \nsua vez, detectaram M. genitalium (14,1%) nas tubas uterinas de mulheres que \ntiveram gravidez ectópica.  Estes relatos associados aos resultados obtidos por \nBaczynska et al., (2007), ao descreverem a capacidade de M. genitalium de se \naderir ao epitélio da tuba uterina mostram que o microrganismo é capaz de \ninfectar o trato reprodutivo superior. Com sua capacidade de gerar infecções, \nmuitas vezes oligossintomát icas nestes sítios anatômicos, tratamento mais \nadequado não é oferecido às pacientes (GRZESKO et al., 2009) . Assim, \nsugerimos que a capacidade inerente à patogênese das infecções provocadas \npor M. genitalium  façam com que este persista por mais tempo no tr ato \nreprodutivo superior e, assim, seja carreado para a cavidade peritoneal durante \na menstruação retrógrada com maior facilidade. Este contexto justificaria sua \ndetecção na cavidade peritoneal e não necessariamente em concomitância com \na detecção no swab endocervical. Além disso, a detecção de M. genitalium nas \namostras de fluido peritoneal, também foi associada ao sintoma dismenorreia, \nquando independente da nota de dor referida pelo paciente (p < 0,05) (Dado não \nmostrado). Outros estudos  descreveram associação deste microrganismo com \ndiferentes sintomas e condições como a ocorrência de doença inflamatória \npélvica (DIP) (HAGGERTY; TAYLOR, 2011), corrimento vaginal (KORTE et al., \n2006;  WALKER et al., 2011), uretrite (MOI et al., 2009) e cervicite (FALK et al., \n2005;  JENSEN, 2004) . Por outro lado, não há menção da  associação entre a \ninfecção por M. genitalium  com sintomas como dor pélvica, sinusiorragia e \ndispareunia (KORTE et al., 2006;  SHORT et al., 2010) . Esta inespecificidade e \ninconsistência entre a d etecção de M. genitalium  e os sintomas e condições \n\n109 \n \nclínicas associadas contribui para que este panorama ainda dificulte a \nobservação clínica. Apesar dos fortes indícios de reações à  infecção causada \npor M. genitalium e da reconhecida capacidade de gerar infecção persistente no \nhospedeiro, o diagnóstico, e,  consequentemente, tratamento das infecções \npodem ser negligenciados em grande parte pela infecção subclínica e \nassintomática. Em consequência, dificulta-se a determinação de eventos como \na infertilidade e  doença inflamatória pélvica  (HAGGERTY; TAYLOR, 2011;  \nJENSEN, 2004;  KRAUSE et al., 1982). \nO reconhecimento de que o HPV é causa necessário do câncer de colo \nuterino abriu a possibilidade para novas estratégias de prevenção, incluindo a \nprevenção primária  com uso de vacina altamente efetivas e a prevenção \nsecundária com uso de testes altamente sensíveis, o que tem melhorado \nsignificativamente a performance de programas de screening baseados no teste \nde Papan icolaou. Técnicas moleculares tê m sido consideradas alternativas \nmelhores do que a citologia por conta da sensibilidade e reprodutibilidade em \ndetectar NIC 2 e NIC 3. Apesar disto da reconhecida importância dos testes de \nDNA para HPV na prevenção do câncer de colo uterino, estes ainda nã o são \numa rotina no Brazil (LORENZI; SYRJÄNEN; LONGATTO-FILHO, 2015).  \nDe forma interessante, observamos no presente estudo que a detecção \nde HPV no fluido peritoneal foi maior em mulheres do grupo caso (nove \npacientes) do que no grupo controle (uma pacien te). Estudo realizado por \nVestergaard et al., (2010)  reportou prevalência de 5,8% das amostras de \nendométrio eutópico de mulheres com (1/32) e sem endometriose (2/20) e \nnenhuma amostra positiva nas lesões endométrio ectópico em ambos os grupos. \nDiferentemente, os resultados do presente estudo foram similares ao descrito \npor Oppelt et al., (2010) . Ambos detectaram HPV em amostras de lesão de \nendometriose ou peritônio sadio. Detectamos HPV em 3,1% das amostras \ntestadas, enquanto que no estudo alemão 11,3% das lesões foram positivas para \nHPVs de médio e alto risco. De forma similar, também foi sugerido pelos autores \nque o fenômeno da menstruação seria a principal causa dos achados. Sugeriu -\nse ainda que a infecção persistente causada por HPV poderia contribuir p ara a \nevolução da malignidade celular localmente.  \nA microbiota vaginal “normal” de mulheres, baseado no perfil mais \nrecorrente em mulheres saudáveis, é entendida como aquela que contém altas \n\n110 \n \nproporções de Lactobacillus sp. Alterações da microbiota normal vaginal podem \nocorrer principalmente pelo ciclo menstrual e atividade sexual.  Desta maneira, \nsusceptibilidade por infecções no trato genital pode aumentar pela flutuação da \nmicrobiota vaginal (GAJER et al., 2012) . Neste contexto, ao avaliar o risco de \ncolonização microbiana intrauterina e a ocorrência de endometrite em mulheres \ncom endometriose, Khan et al., (2014) reportaram alta colonização microbiana \nna cavidade uterina em mulheres com endometriose. Os autores associam o \nachado ao uso de tratamento com agonistas de GnRH (GnRHa). Cinco grupos \nmicrobianos mais prevalentes perfazem a maior parte da microbiota vaginal. \nDentre estes, os quatro primeiros são essencialmente formados por \nLactobacillus sp. (Lactobacillus iners, L. crispatus, L. gasseri, or L. jensenii). O \núltimo grupo é composto por altas proporções de organismos anaeróbicos  \n(RAVEL et al., 2011). No presente estudo, o perfil de coinfecção entre os grupos \napresentou diferença estatisticamente significante entre si (p < 0,05). O perfil de \ncoinfecção observado nas amostras de swab endocervical e fluido peritoneal \nmostrou maior diversidade de padrões de coinfecção quando comparado ao \ngrupo controle. Como abordado, anteriormente, o fato da maior parte das \nmulheres estarem em uso d e terapia hormonal pode ter contribuído para a que \nas mulheres estivessem mais vulneráveis à infecção por diferentes \nmicrorganismos simultaneamente (KHAN et al., 2014).  \nEm mulheres com endometriose,  alterações funcionais em células do \nsistema imune (macró fagos, NK, Linfócitos T citotóxicos e talvez neutrófilos), \ntorna o microambiente peritoneal mais imunotolerante , permitindo o \nestabelecimento da doença após a  menstruação retrógrada.  Além disso, a  \nprodução de várias citocinas e quimiocinas por diferentes c élulas podem \nfavorecer a progressão da doença em detrimento da prevenção  (HERINGTON \net al., 2011).  \nNo presente estudo, na dosagem de citocinas no fluido peritoneal dos \ngrupos caso e controle, infectados ou não por Mollicutes, observou-se que houve \ndiferença estatisticamente significante entre os grupos para as citocinas IFN -γ, \nIL-1β e IL-6. Em concordância com estudo realizado por Bersinger et al., (2012), \na dosagem de IL -6 no fluido peritoneal esteve aumentada no grupo caso em \ncomparação ao grupo controle. Além disso, a concentração de IL -6, tanto no \nfluido peritoneal quando no soro, pode ser usado como um biomarcador, devido \n\n111 \n \na sua relação positiva com o estágio da doença (MOSBAH; NABIEL; \nKHASHABA, 2016). O grupo caso quando infectado por M. genitalium (EDT + \nMG) também apresentou alta produção de IL -6 comparado ao grupo controle. \nEntretanto, a concentração de IL-6 foi menor no grupo caso infectado denotando \nque M. genitalium  é capaz de modular a resposta imune nas mulheres com \nendometriose, diminuindo a produção de IL-6 localmente. McGowin et al., (2012) \nverificaram que M. genitalium provoca alta produção de IL-6 em células A2EN e \nShEN101 (humanos) durante a fase aguda  (48 h). No entanto, em infecção \npersistente de até 36 dias, observou -se níveis insignificantes dessa citocina . \nResultados semelhantes foram observados por Campos et al., (2015), onde IL-\n6 apresentava maior em mulheres sadias do que em mulheres infectadas por M. \ngenitalium. \nNo presente estudo, a produção de IL-1β estava aumentada nas mulheres \ndo grupo caso infectadas por MG (EDT + MG), com diferença significante para o \ngrupo controle e para o grupo caso não infectado (p < 0,05). Não houve diferença \nentre o grupo caso não infectado (EDT) e o controle (CN) sugerindo que a \ninfecção por M. genitalium tenha sido determinante para a maior produção da \ncitocina. Diversos autores reportam maior produção de IL-1β nas mulheres com \nendometriose (BERBIC; FRA SER, 2011; SIKORA et al., 2011; SIKORA; \nMIELCZAREK-PALACZ; KONDERA-ANASZ, 2016), no entanto, outros não tem \nobservado diferença na concentração de IL -1β entre mulheres com e sem \nendometriose (BARCZ et al., 2012;  MOSBAH et al., 2016) . A presença ou não \nde micro-organismo pode ser um dos motivos pelo qual os resultados são \ndiscrepantes entre os autores. Da mesma forma que IL-1β, a produção de IFN-γ \nfoi maior no grupo caso infectado por M. genitalium (EDT + MG), reforçando a \nhipótese de que o microrganismo tenha sido o gatilho para a produção \naumentada da citocina nas mulheres com endometriose. Essa característica \npode estar relacionada com o padrão molecular associado aos patógenos \n(PAMPS) presentes no micoplasmas. Os molicutes possuem grande número de \nlipoproteínas, chamadas de “ lipid-associated membrane proteins ” (LAMPs). O \nreconhecimento das LAMPs pel o sistema imune inato pode induzir a produção \nde várias citocinas pró -inflamatórias (GARCIA et al.,  1998;  KACEROVSKY et \nal., 2013;  VISCARDI, 2014). \n\n112 \n \nNas amostras de tecido de biópsia, cinco citocinas apresentaram níveis \nelevados (IFN-γ, IL-18, IL-13, TNF-α e IL-23) no grupo controle infectado com M. \ngenitalium (CN + MG) quando comparado ao grupo controle não infectado (CN) \n(p < 0,05). Entre estas citocinas, TNF-α destaca-se pelo papel chave no início da \ncascata de citocinas na resposta às infecções por M. genitalium (HE et al., 2014) \ne por estar aumentada no fluido peritoneal de mulheres com endometrios e \n(HERINGTON et al., 2011; KRALICKOVA; VETVICKA, 2015) . Todavia, no \npresente estudo, esta citocina não estava aumentada nas pacientes do grupo \ncaso (EDT), apenas nas amostras de tecido do grupo controle infectado. A \ninterleucina 18, por sua vez, reconhecida como um membro da família da IL-1, é \nentendida como importante reguladora da imunidade inata e adquirida. Esta \ncitocina estava aumentada nas pacientes controle infectadas por M. genitalium \n(CAUCI et al., 2002). De forma similar, estavam as citocinas IL-13, normalmente \nvinculada a ativação de linfócitos B e monócitos em resposta similar à ativação \npor IL-4 (PODGAEC et al., 2007) e IL-23. Não houve alta produção das citocinas \nlistadas no grupo caso (EDT) e isso po de ter ocorrido devido o estado de \nregulação negativa de células do sistema imune nas mulheres com \nendometriose com menor responsividade aos estímulos das citocinas \n(HERINGTON et al., 2011).  \nNa expressão gênica, quando comparadas as amostras de tecido os \ngrupos caso (EDT) e controle (CN), sem infecção por micoplasmas, foi verificada \nalta expressão de genes ligados à ativação da resposta inflamatória (como Toll-\nlikes – TLR1, TLR2 e TLR8 – CASP1, IL1R1, IL1B e CRP), à ativação de \nmacrófagos ( IFNG), à ativaçã o do  sistema complemento ( APCS) e à  \napresentação de antígeno ( CD86). Estes achados demonstram de forma  \nevidente o processo inflamatório que se estabelece nas lesões de endometriose \nestudadas. Esse perfil inflamatório no tecido da lesão da endometriose também \nfoi observado por Ahn et al., (2016), onde os autores relacionam como esse perfil \nsendo fundamental para o processo de proliferação, sobrevivência e \ndiferenciação dessas células.  Luo et al., (2015) sugerem que os TLRs podem \ndesempenhar um papel importante na origem e desenvolvimento da \nendometriose, onde a inflamação promovida induz a secreção de IL-8 (autócrina \ne pará crina), que permite a invasão e a proliferação do tecido na cavidade \nperitoneal via sinalização de FAK (Quinase de Adesão Focal). Apesar de não ter \n\n113 \n \nsido observada a expressão gênica em tecido do grupo caso (EDT) e/ou controle \n(CN) infectados por micoplasmas, é válido ressaltar que TLR2 esteve em \nupregulation quando comparados os tecidos dos grupos caso e controle sem \ninfecção e essa molécula é reconhecida como o principal componente de \nativação da resposta inflamatória para molicutes (BROWNING et al., 2011) . O \nreconhecimento de M. genitalium foi relacionado com a ativação tanto de TLR2 \nquanto de TLR1 (MCGOWIN et al., 2009;  SHIMIZU; KIDA; KUWANO, 2008). No \nentanto, He et al., (2009) observaram que a infecção por M. genitalium pode \ntambém necessitar da ativação, além de TLR1 e TLR2, de TLR6 para mediar o \nprocesso inflamatório relacionado a essa bactéria.  \nNo entanto, a o avaliar a expressão gênica n as células do fluido, foi \nobservado perfil de downregulation de genes ligados à  ativação de resposta \ninflamatória (NLRP3), apresentação de antígeno e integrinas ( ITGAM e CD80), \nfator de ativação de macrófagos ( SLC11A1), mostrando que existe um perfil de \ninibição das células recrutadas ao local. Macrófagos, Linfócitos T, B e NK, \nneutrófilos e células dendríticas são as principais células presentes no fluido \nperitoneal (KRALICKOVA; VETVICKA, 2015) . Este perfil de expressão é \ncondizente com os relatos da literatura de que as diferentes células do sistema \nimune, sobretudo macrófagos e linfócitos T ativados, são recrutadas, no entanto, \nessas células são pouco responsivas devido à baixa expressão de receptores \nessenciais às funções de  reconhecimento, apresentação e ativação celular \n(HERINGTON et al., 2011) . No caso de linfócitos, e stes efeitos \nimunossupressores não estão correlacionados com período menstrual e nem \ncom níveis de estradiol, progesterona ou prostaglandina E2 (OOSTERLYNCK et \nal., 1993). Esse processo pode estar relacionado à inibição da apoptose. Kang \net al. , (2014) observaram que o aumento na concentração de IL-6 no fluido \nperitoneal de mulheres  com endometriose , diminui a a tividade citolítica de \ncélulas NK pela downregulation de grânulo, sendo esse papel regulado pela \nexpressão de SHP-2 (tirosino-fosfatase Shp2). Além disso, na endometriose, \napesar de haver aumento no número de macrófagos recrutados, esses são não \nresponsivos, principalmente devido à inibição de ICAM-1. Isto pode levar à \nimunotolerância ao tecido implantado (MAEDA, et al., 2002). De forma bastante \ninteressante, e sse perfil é acentuado com  a presença de M. genitalium . Na \nanálise de expressão gênica em células do fluido com M. genitalium foi percebida \n\n114 \n \nacentuada downregulation de genes ligados à ativação de resposta inflamatória \n(TYK2, STAT1, CD14), ativação de resposta TH1 (TBX21), ativação de resposta \nTH2 (IL5), além da  apresentação de antígeno ( HLA-A, CD86). Além disso, ao \nagruparmos todos os micop lasmas e comparamos a expressão gênica nas \ncélulas do fluido peritoneal do grupo caso infectado com micoplasmas; com o \ngrupo controle sem micoplasmas, de forma geral, os mesmos tipos de genes \nestavam em downregulation (TBX21, MAPK8, IRAK1 – receptor de IL-1, IFNGR1 \n– receptor de INFG; e HLA-A e CDA4 – reconhecimento do MHC). Não se sabe \nao certo, de que maneira esses micro -organismos são capazes de induzir essa \nimunotolerância; no entanto, alguns micoplasmas, como M. genitalium , são \ncapazes de persistir no hospedeiro por mecanismos de imunomodulação \n(BROWNING et al., 2011) . M. genitalium é capaz de sobreviver durante longos \nperíodos de infecção, independente da ativação de resposta inflamatórias \ncrônicas. No entanto esse mecanismo ainda é desconhecido (MCGOWIN et al., \n2012). Em contrapartida, quando o microrganismo detectado nas amostras de \nfluido foi M. hominis, ocorreu um perfil inverso de expressão com acentuada \nupregulation de diferentes genes ( STAT6, MAPK1, IRF3 e GATA3) de forma \nsignificante (p < 0,05). O gene GATA3 foi descrito como uma molécula que sofre \ninfluência direta do hormônio estrógeno e pode promover a ocorrência e \ndesenvolvimento da endometriose por meio da regulação da secreção de \ncitocinas (IL-6, IL-10 e IL-8) em células do endométrio eutópico de pacientes com \nendometriose (CHEN; WANG; LIANG, 2016) . Da mesma maneira, ainda é \nincerto o papel imunomodulatório de M. hominis (HASEBE; MU; COLE, 2014).  \nDiante dos resultados obtidos, propõe -se que a endometriose, \nindependente da presença de Mollicutes, é capaz de induzir a secreção de \ncitocinas inflamatórias no fluido peritoneal, levando a um ambiente pró -\ninflamatório. O estado inflamatório gerado induz o recrutamento de células do \nsistema imune. Contudo, essas não são funcionais, o que leva a uma tolerância \nao tecido implantado . A presença de micoplasmas, em especial M. genitalium, \nno fluido peritoneal, pode desempenhar um papel chave na manutenção desse \nprocesso de imunotolerância e, principalmente, no agravamento desse perfil. No \nentanto, mais estudos são necessários para compreender essa imunotolerância \nfrente às infecções bacterianas. Os dados obtidos no presente estudo são  \ninéditos e importantes  para favorecer a discussão quanto à importância e \n\n115 \n \nrelevância que as espécies de micoplasmas e outros microrganismos de \nimportância clínica ginecológica podem representar na saúde sexual e \nreprodutiva da mulher.  \n\n116 \n \n7 CONCLUSÕES \n \n Mulheres com alto grau de instrução (≥ ensino superior completo) \ncompuseram o perfil estatisticamente mais associado à endometriose. \n Os sintomas dismenorreia e dispareunia apresentaram estatisticamente \nmaior severidade (EAD ≥ 7) nas mulheres com endometriose . Além \ndestes, infertilidade foi outra queixa estatisticamente mais frequente  nas \nmulheres com endometriose. \n Espécies de Mollicutes (M. genitalium, M. hominis e U. urealyticum) e HPV \npodem ser detectadas por meio da qPCR em amostras clínicas obtidas \nda cavidade peritoneal de mulheres com endometriose.  \n As mulheres com endometriose apresentaram maior diversidade de \nmicrorganismos detectados nas amostras e fluido peritoneal ( M. \ngenitalium, M. hominis  e U. urealyticum ) e tecido de biópsia ( M. \ngenitalium, M. hominis e HPV) quando comparado ao grupo controle. \n A prevalência dos microrganismos detectados (M. genitalium, M. hominis, \nU. urealyticum  e HPV) nas amostras de swab endocervical e fluido \nperitoneal foi maior nas mulheres com endometriose que nas mulheres \ncontrole. Nas amostras de tecido, a prevalência de M. genitalium e M. \nhominis foi maior dentre as mulheres com endometriose.  \n A menstruação retrógrada pode explicar, em parte, a tendência \ndecrescente da prevalência dos microrganismos detectados nas amostras \nclínicas na ordem Swab > Fluido peritoneal > Tecido de biópsia, nos \ngrupos caso e controle.  \n A detecção de U. parvum  nas amostras de swab endocervical foi \nassociada estatisticamente com a maior severidade do sintoma \ndispareunia.  \n A detecção de  M. genitalium  no fluido peritoneal de mulheres com \nendometriose foi associada à maior pr odução de IFN -γ e IL -1β, quando \ncomparado aos grupos caso e controle sem este micoplasma.  \n A maior produção de IL -6 no fluido peritoneal foi associada às mulheres \ncom endometriose com ou sem M. genitalium.  \n\n117 \n \n A infecção por M. genitalium foi associada à maior produção das citocinas \nIFN-γ, IL-18, IL-13, TNF-α e IL-23 no tecido de biópsia do grupo controle, \nquando comparado ao grupo controle não infectado.  \n Houve aumento na produção de TNF-α no tecido de biópsia de mulheres \ncom endometriose e M. genitalium e não nas mulheres do grupo caso sem \ninfecção.  \n Houve alta expressão de genes ligados à ativação da resposta \ninflamatória, ativação de macrófagos, do sistema complemento e \napresentação de antígeno nas lesões de endometriose não infectadas \ncom micoplasmas.  \n Não houv e diferença entre a expressão gê nica de genes ligados à \nresposta imune à inflamação nas lesões de endometriose de mulheres \ncom ou sem M. genitalium.   \n Nas células presentes no fluido peritoneal de mulheres com endometriose \nsem infecção foi observado perfil de downregulation de genes ligados à \nresposta inflamatória, apresentação de antígenos, fator de ativação de \nmacrófagos, o q ue pode estar ligado à  imunotolerância ao tecido \nimplantado.  \n O perfil de downregulation de genes da inflamação e resposta imune, nas \ncélulas presentes no fluido peritoneal, foi acentuado pela presença de M. \ngenitalium ou qualquer micoplasma . No entanto, na presença de M. \nhominis foi observado um perfil contrário.  \n Células do f luido peritoneal de mulheres com endometriose, infectadas \npor qualquer micoplasma , apresentaram prevalência do perfil de \ndownregulation dos genes ligados à resposta imune inflamatória \ncomparado ao grupo controle sem infecção.   \n A presença de micoplasmas, em especial M. genitalium , no fluido \nperitoneal, pode desempenhar papel chave na manutenção do processo \nde imunotolerância, principalmente pelo agravamento desse perfil.  \n\n118 \n \nREFERENCIAS* \n \nABELE-HORN, M.; WOLFF, C.; DRESSEL, P.; ZIMMERMANN, A.; \nVAHLENSIECK, W.; PFAFF, F.; RUCKDESCHEL, G. Polymerase chain reaction \nversus culture for detection of Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma hominis \nin the urogenital tract of adults and the respiratory tract of newborns. Eur. J. Clin. \nMicrobiol. Infect. Dis., v. 15, n. 7, p. 595-598, 1996. \n \nABRAO, M. S.; GONCALVES, M. O.; DIAS, J. A., JR.; PODGAEC, S.; CHAMIE, \nL. P.; BLASBALG, R. Comparison between clinical examination, transvaginal \nsonography and magn etic resonance imaging for the diagnosis of deep \nendometriosis. Hum. Reprod., v. 22, n. 12, p. 3092-3097, 2007. \n \nABRAO, M. S.; NEME, R. M.; CARVALHO, F. M.; ALDRIGHI, J. M.; PINOTTI, J. \nA. Histological classification of endometriosis as a predictor of response to \ntreatment. Int. J. Gynaecol. Obstet., v. 82, n. 1, p. 31-40, 2003. \n \nACIEN, P.; VELASCO, I. Endometriosis: a disease that remains enigmatic. ISRN \nObstet. Gynecol., v. 2013, p. 1 - 12, 2013. \n \nAHN, S. H.; KHALAJ, K.; YOUNG, S. L.; LESSEY, B. A.; KOTI, M.; TAYADE, C. \nImmune-inflammation gene signatures in endometriosis patients. Fertil. Steril., \n2016. [in press]. \n \nAMIRMOZAFARI, N.; MIRNEJAD, R.; KAZEMI, B.; SARIRI, E.; BOJARI, M. R.; \nDARKAHI, F. D. Comparison of polymerase chain reaction and culture for \ndetection of genital mycoplasma in clinical samples from patients with genital \ninfections. Saudi. Med. J., v. 30, n. 11, p. 1401-1405, 2009. \n \nANDERSEN, B.; SOKOLOWSKI, I.; OSTERGAARD, L.; KJOLSETH MOLLER, \nJ.; OLESEN, F.; JENSEN, J. S. Mycoplasma genitalium : prevalence and \nbehavioural risk factors in the general population. Sex. Transm. Infect., v. 83, n. \n3, p. 237-241, 2007. \n \nASHSHI, A. M.; BATWA, S. A.; KUTBI, S. Y.; MALIBARY, F. A.; BATWA, M.; \nREFAAT, B. Prevalence of 7 sexually transmitted organisms by multiplex real -\ntime PCR in Fallopian tube specimens collected from Saudi women with and \nwithout ectopic pregnancy. BMC Infect. Dis., v. 15, n. 569, p. 1-11,  2015. \n \n_______________________________ \n*De acordo com: \nASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 6023: informação e documentação: \nreferências: elaboração. Rio de Janeiro, 2002. \n\n119 \n \nASTRAUSKIENE, D.; GRISKEVIC IUS, A.; LUKSIENE, R.; PANAVIENE, V.; \nVENALIENE, J. Chlamydia trachomatis , Ureaplasma urealyticum , and \nMycoplasma hominis  in sexually intact girls with arthritides. Scand. J. \nRheumatol., v. 41, n. 4, p. 275-279, 2012. \n \nAUGOULEA, A.; ALEXANDROU, A.; CREATSA, M.; VRACHNIS, N.; \nLAMBRINOUDAKI, I. Pathogenesis of endometriosis: the role of genetics, \ninflammation and oxidative stress. Arch. Gynecol. Obstet., v. 286, n. 1, p. 99 -\n103, 2012. \n \nAVELAR, G. S.; BERTÃO, S. A. S.; PÁDUA, R. A. F.; CARDOSO, R. F.; \nSIQUEIRA, V. L. D. Mycoplasma hominis e Ureaplasma sp. em amostras do trato \ngenitourinário e sua relação com sintomas de infecção genital. Rev. Bras. Anal. \nClin., v. 39, n. 4, p. 295-298, 2007 \n \nAYRES, A. R. G.; SILVA, G. A. E. Prevalência de infecção do colo do útero pelo \nHPV no Brasil: revisão sistemática. Rev. Saúde Públ., v. 44, p. 963-974,  2010. \n \nBACZYNSKA, A.; FUNCH, P.; FEDDER, J.; KNUDSEN, H. J.; BIRKELUND, S.; \nCHRISTIANSEN, G. Morphology of human Fallopian tubes after infection with \nMycoplasma genitalium and Mycoplasma hominis--in vitro organ culture study. \nHum. Reprod., v. 22, n. 4, p. 968-979, 2007. \n \nBAKA, S.; KOUSKOUNI, E.; ANTONOPOULOU, S.; SIOUTIS, D.; \nPAPAKONSTANTINOU, M.; HASSIAKOS, D.; LOGOTHETIS, E.; LIAPIS, A. \nPrevalence of Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma hominis in women with \nchronic urinary symptoms. Urology, v. 74, n. 1, p. 62-66, 2009. \n \nBALABANOV, D. N.; RAKOVSKAIA, I. V.; GORINA, L. G.; GONCHAROVA, S. \nA.; GA MOVA, N. A.; BARKHATOVA, O. I. The comparison of mycoplasma \ndetection methods in the urogenital tract infection. Zh. Mikrobiol. Epidemiol. \nImmunobiol., n. 4, p. 82-85, 2006. \n \nBAO, T.; CHEN, R.; ZHANG, J.; LI, D.; GUO, Y.; LIANG, P.; YAN, Z. \nSimultaneous detection of Ureaplasma parvum , Ureaplasma urealyticum , \nMycoplasma genitalium and Mycoplasma hominis by fluorescence polarization. \nJ. Biotechnol., v. 150, n. 1, p. 41-43, 2010. \n \nBARCZ, E.; MILEWSKI, L.; DZIUNYCZ, P.; KAMINSKI, P.; PLOSKI, R.; \nMALEJCZYK, J. Peritoneal cytokines and adhesion formation in endometriosis: \nan inverse association with vascular endothelial growth factor concentration. \nFertil. Steril., v. 97, n. 6, p. 1380-1386, 2012. \n \n\n120 \n \nBASEMAN, J. B.; LANGE, M.; CRISCIMAGNA, N. L.; GIRON, J. A.; THOMAS, \nC. A. Interplay between mycoplasmas and host target cells. Microb. Pathog., v. \n19, n. 2, p. 105-116, 1995. \n \nBASEMAN, J. B.; TULLY, J. G. Mycoplasmas: sophistica ted, reemerging, and \nburdened by their notoriety. Emerg. Infect. Dis., v. 3, n. 1, p. 21-32, 1997. \n \nBELLELIS, P.; DIAS, J. A., JR.; PODGAEC, S.; GONZALES, M.; BARACAT, E. \nC.; ABRAO, M. S. Epidemiological and clinical aspects of pelvic endometriosis-a \ncase series. Rev. Assoc. Med. Bras., v. 56, n. 4, p. 467-471, 2010. \n \nBELLELIS, P.; PODGAEC, S.; ABRAO, M. S. Environmental factors and \nendometriosis. Rev. Assoc. Med. Bras., v. 57, n. 4, p. 448-452, 2011. \n \n______. Environmental factors and endometriosis: a poin t of view. Rev. Bras. \nGinecol. Obstet., v. 36, n. 10, p. 433-435, 2014. \n \nBERBIC, M.; FRASER, I. S. Regulatory T cells and other leukocytes in the \npathogenesis of endometriosis. J. Reprod. Immunol., v. 88, n. 2, p. 149 -155,  \n2011. \nBERGEY’S. The Bacteroidetes, Spirochaetes, Tenericutes  (Mollicutes), \nAcidobacteria, Fibrobacteres,  Fusobacteria, Dictyoglomi, \nGemmatimonadetes,  Lentisphaerae, Verrucomicrobia, Chlamydiae,  and \nPlanctomycetes. In: ______ 2. ed. Manual of Systematic Bacteriology  New \nYork: Springer-Verlag, 2010. v.4. 721 p. \n \nBERLE, L. M.; FIRSOVA, N.; KALASHNIK, A.; PROTASOVA, V. M.; \nPONOMAREVA, Z. V.; GUBERNICKAYA, S. V.; KUDRINA, T. I.; HAAHEIM, H.; \nHJELMEVOLL, S. O.; SKOGEN, V. Chlamydia trachomatis , Mycoplasma \ngenitalium and Ureaplasma urealyticum  in clinical and non -clinical settings, \nArkhangelsk Oblast, Russia. Int. J. STD. AIDS., v. 23, n. 11, p. 781-784, 2012. \n \nBERSINGER, N. A.; DECHAUD, H.; MCKINNON, B.; MUELLER, M. D. Analysis \nof cytokines in the peritoneal fluid of endometriosis patients as a function of the \nmenstrual cycle stage using the Bio-Plex(R) platform. Arch. Physiol. Biochem., \nv. 118, n. 4, p. 210-218, 2012. \n \nBHALLA, P.; BAVEJA, U. K.; CHAWLA, R.; SAINI, S.; KHAKI, P.; BHALLA, K.; \nMAHAJAN, S.; REDDY, B. S. Simultaneous detection of Neisseria gonorrhoeae \nand Chlamydia trachomatis by PCR in genitourinary specimens from men and \nwomen attending an STD clinic. J. Commun. Dis., v. 39, n. 1, p. 1-6, 2007. \n \n \n\n121 \n \nBIERNAT-SUDOLSKA, M.; SZOSTEK, S.; ROJEK-ZAKRZEWSKA, D.; KLIMEK, \nM.; KOSZ -VNENCHAK, M. Concomitant infections with human papillomav irus \nand various mycoplasma and ureaplasma species in women with abnormal \ncervical cytology. Adv. Med. Sci., v. 56, n. 2, p. 299-303, 2011. \n \nBIGNELL, C.; UNEMO, M.; EUROPEAN, S. T. I. G. E. B. 2012 European \nguideline on the diagnosis and treatment of gonor rhoea in adults. Int. J. STD \nAIDS, v. 24, n. 2, p. 85-92, 2013. \n \nBLANCHARD, A. Ureaplasma urealyticum  urease genes; use of a UGA \ntryptophan codon. Mol. Microbiol., v. 4, n. 4, p. 669-676, 1990. \n \nBOCCARDO, E.; MANZINI BALDI, C. V.; CARVALHO, A. F.; RABACHINI, T.; \nTORRES, C.; BARRETA, L. A.; BRENTANI, H.; VILLA, L. L. Expression of human \npapillomavirus type 16 E7 oncoprotein alters keratinocytes expression profile in \nresponse to tumor necrosis factor -alpha. Carcinogenesis, v. 31, n. 3, p. 521 -\n531, 2010. \n \nBOCCARDO, E.; NOYA, F.; BROKER, T. R.; CHOW, L. T.; VILLA, L. L. HPV-18 \nconfers resistance to TNF-alpha in organotypic cultures of human keratinocytes. \nVirology., v. 328, n. 2, p. 233-243, 2004. \n \nBOVÉ, J. M. The one-hundredth anniversary of the first culture of a mollicute, the \ncontagious bovine peripneumonia microbe, by Nocard and Roux, with the \ncollaboration of Borrel, Salimbeni, and Dujardin -Baumetz. Res. Microbiol., v. \n150, n. 4, p. 239-245, 1999. \n \nBRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria de Atenção à Saúde. Instituto Nacional \nde Câncer. Coordenação -Geral de Prevenção e Vigilância.  Nomenclatura \nbrasileira para laudos cervicais e condutas preconizadas: recomendações \npara profissionais de saúde. 2. ed. Rio de Janeiro: INCA, 2006. 56 p. \n \nBROWN, D. R.; WHITCOMB, R. F.; BRADBURY, J. M. Revised minimal \nstandards for description of new species of the class Mollicutes (division \nTenericutes). Int. J. Syst. Evol. Microbiol., v. 57, n. 11, p. 2703-2719, 2007. \n \nBROWNING, G. F.; MARENDA, M. S.; NOORMOHAMMADI, A. H.; MARKHAM, \nP. F. The central role of lipoproteins in the pathogenesis of mycoplasmoses. Vet. \nMicrobiol., v. 153, n. 1-2, p. 44-50, 2011. \n \nBUIM, M. R.; BUZINHANI, M.; YAMAGUTI, M.; OLIVEIRA, R. C.; METTIFOGO, \nE.; UENO, P. M.; TIMENETSKY, J.;  SANTELLI, G. M.; FERREIR A, A. J. \nMycoplasma synoviae cell invasion: elucidation of the Mycoplasma pathogenesis \nin chicken. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis., v. 34, n. 1, p. 41-47, 2011. \n \n\n122 \n \nBULLETTI, C.; COCCIA, M. E.; BATTISTONI, S.; BORINI, A. Endometriosis and \ninfertility. J. Assist. Reprod. Genet., v. 27, n. 8, p. 441-447, 2010. \n \nBURNEY, R. O.; GIUDICE, L. C. Pathogenesis and pathophysiology of \nendometriosis. Fertil. Steril., v. 98, n. 3, p. 1-19, 2012. \n \nBUSOLO, F.; BARATTO, T.; BERTOLONI, G.; GROSSATO, A. Survival of \ngenital mycoplasma on various bacteriological swabs and transport media. Boll \nIst Sieroter Milan, v. 60, n. 1, p. 31-40, 1981. \n \nCAMPOS, E. A.; SIMÕES, J. A.; RABE LO-SANTOS, S. H.; SARIAN, L. O.; \nPITTA, D. R.; LEVI, J. E.; DERCHAIN, S. Recovery of DNA for the detection and \ngenotyping of human papillomavirus from clinical cervical specimens stored for \nup to 2 years in a universal collection medium with denaturing rea gent. J. Virol. \nMethods, v. 147, n. 2, p. 333-337, 2008. \n \nCAMPOS, G. B.; LOBAO, T. N.; SELIS, N. N.; AMORIM, A. T.; MARTINS, H. B.; \nBARBOSA, M. S.; OLIVEIRA, T. H.; DOS SANTOS, D. B.; FIGUEIREDO, T. B.; \nMIRANDA MARQUES, L.; TIMENETSKY, J. Prevalence of Mycoplasma \ngenitalium and Mycoplasma hominis in urogenital tract of Brazilian women. BMC \nInfect. Dis., v. 15, n. 60, p. 1-8,  2015. \n \nCAO, X.; WANG, Y.; HU, X.; QING, H.; WANG, H. Real-time TaqMan polymerase \nchain reaction assays for quantitative detection and differentiation of Ureaplasma \nurealyticum and Ureaplasma parvum. Diagn. Microbiol. Infect. Dis., v. 57, n. 4, \np. 373-378, 2007. \n \nCAUCI, S.; DRIUSSI, S.; GUASCHINO, S.; ISOLA, M.; QUADRIFOGLIO, F. \nCorrelation of local interleukin -1beta levels with specific IgA response against \nGardnerella vaginalis  cytolysin in women with bacterial vaginosis. Am. J. \nReprod. Immunol., v. 47, n. 5, p. 257-264, 2002. \n \nCHANG, H. Y.; PRINCE, O. A.; SHEPPARD, E. S.; KRAUSE, D. C. Processing \nis required for a fully functional protein P30 in Mycoplasma pneumoniae gliding \nand cytadherence. J. Bacteriol., v. 193, n. 20, p. 5841-5846, 2011. \n \nCHAPRON, C.; SANTULLI, P.; DE ZIEGLER , D.; NOEL, J. C.; ANAF, V.; \nSTREULI, I.; FOULOT, H.; SOUZA, C.; BORGHESE, B. Ovarian endometrioma: \nsevere pelvic pain is associated with deeply  infiltrating endometriosis. Hum. \nReprod., v. 27, n. 702–711, 2012 \n \nCHEN, P.; WANG, D. B.; LIANG, Y. M. Evaluation of estrogen in endometriosis \npatients: Regulation of GATA-3 in endometrial cells and effects on Th2 cytokines. \nJ. Obstet. Gynaecol. Res., v. 42, n. 6, p. 669-677, 2016. \n\n123 \n \n \nCHEN, X. S.; YIN, Y. P.; LIANG, G. J.; WANG, Q. Q.; JIANG, N.; LIU, Q.; FU, G. \nF.; YANG, B.; ZHOU, Y. J.; SHI, M. Q.; WANG, B. X. The prevalences of \nNeisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis infections among female sex \nworkers in China. Bmc Public Health, v. 13, n.121, p. 1-5, 2013. \n \nCOX, C.; WATT, A. P.; MCKENNA, J. P.; COYLE, P. V. Mycoplasma hominis \nand Gardnerella vaginalis display a significant synergistic relationship in bacterial \nvaginosis. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., v. 35, n. 3, p. 481-487, 2016. \n \nCRAMER, D. W.; MISSMER, S. A. The epidemiology of endometriosis. Ann. N. \nY. Acad. Sci., v. 955, p. 11-22, 2002. \n \nCUNNINGHAM, S. A.; MANDREKAR, J. N.; ROSENBLATT, J. E.; PATEL, R. \nRapid PCR Detection of Mycoplasma hominis , Ureaplasma urealyticum  and \nUreaplasma parvum. Int. J. Bacteriol., v. 2013, p. 1-7, 2013. \n \nDE FRANCESCO, M. A.; NEGRINI, R.; PINSI, G.; PERONI, L.; MANCA, N. \nDetection of Ureaplasma biovars and polymerase chain reaction -based \nsubtyping of Ureaplasma parvum in women with or without symptoms of genital \ninfections. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., v. 28, n. 6, p. 641-646, 2009. \n \nDEB, K.; CHATTURVEDI, M. M.; JAISWAL, Y. K. Gram -negative bacterial \nendotoxin-induced infertility: a birds eye view. Gynecol. Obstet. Invest., v. 57, \nn. 4, p. 224-232, 2004. \n \nDE SILVA, N. S.; QUINN, P. A. Characterization of phospholipase A1, A2, C \nactivity in Ureaplasma urealyticum membranes. Mol. Cell. Biochem., v. 201, n. \n1-2, p. 159-167, 1999. \n \nDIAS, J. A., JR.; PODGAEC, S.; DE OLIVEIRA, R. M.; CARNEVALE MARIN, M. \nL.; BARACAT, E. C.; ABRAO, M. S. Patients with endometriosis of the \nrectosigmoid have a higher percentage of natural killer cells in peripheral blood. \nJ. Minim. Invasive. Gynecol., v. 19, n. 3, p. 317-324, 2012. \n \nDIENES, L. L Organisms of Klieneberger and Streptobacillus moniliformis. J. \nInfect. Dis., v. 65, n. 1, p. 24-42, 1939. \n \nDIENES, L.; EDSALL, G. Observations on the L-Organism of Klieneberger. Exp. \nBiol. Med. (Maywood)., v. 36, n. 5, p. 740-744, 1937. \n \nDOH, K.; BARTON, P. T.; KORNEEVA, I.; PERNI, S. C.; BONGIOVANNI, A. M.; \nTUTTLE, S. L.; SKUPSKI, D. W.; WITKIN, S. S. Differential vaginal expression \nof interleukin-1 system cytokines in the presence of Mycoplasma hominis and \n\n124 \n \nUreaplasma urealyticum in pregnant women. Infect. Dis. Obstet. Gynecol., v. \n12, n. 2, p. 79-85, 2004. \n \nEDWARD, D. G.; FREUNDT, E. A. The classification and nomenclature of \norganisms of the pleuropneumonia group. J. Gen. Microbiol., v. 14, n. 1, p. 197-\n207, 1956. \n \nERICKSON, B. Z.; ROSS, R. F.; BOVE, J. M. Isolation of Mycoplasma salivarium \nfrom swine. Vet. Microbiol., v. 16, n. 4, p. 385-390, 1988. \n \nESKENAZI, B.; WARNER, M. L. Epidemiology of endometriosis. Obstet. \nGynecol. Clin. North. Am., v. 24, n. 2, p. 235-258, 1997. \n \nFAIRBANKS, F.; ABRAO, M. S.; PODGAEC, S.; DIAS, J. A., JR.; DE OLIVEIRA, \nR. M.; RIZZO, L. V. Interleukin-12 but not interleukin-18 is associated with severe \nendometriosis. Fertil. Steril., v. 91, n. 2, p. 320-324, 2009. \n \nFALK, L.; FREDLUND, H.; JENSEN, J. S. Signs and symptoms of urethritis and \ncervicitis among women with or without Mycoplasma genitalium or Chlamydia \ntrachomatis infection. Sex. Transm. Infect., v. 81, n. 1, p. 73-78, 2005. \n \nFARHADIFAR, F.; KHODABANDEHLOO, M.; RAMAZANZADEH, R.; ROUHI, S.; \nAHMADI, A.; GHADERI, E.; ROSHANI, D.; SOOFIZADEH, N.; REZZAII, M. \nSurvey on association between Mycoplasma hominis endocervical infection and \nspontaneous abortion using Polymerase Chain Reaction. Int. J. Reprod. \nBiomed (Yazd)., v. 14, n. 3, p. 181-186, 2016. \n \nFASTRING, D. R.; AMEDEE, A.; GATSKI, M.; CLARK, R. A.; MENA, L. A.; \nLEVISON, J.; SCHMIDT, N.; RICE, J.; GUSTAT, J.; KISSINGER, P. Co -\noccurrence of Trichomonas vaginalis  and bacterial vaginosis and vaginal \nshedding of HIV-1 RNA. Sex. Transm. Dis., v. 41, n. 3, p. 173-179, 2014. \n \nFEHRMANN, F.; LAIMINS, L. A. Human papillomaviruses: targeting \ndifferentiating epithelial cells for malignant transformation. Oncogene, v. 22, n. \n33, p. 5201-5207, 2003. \n \nFERANDON, C.; PEUCHANT, O.; JANIS, C.; BENARD, A.; RENAUDIN, H.; \nPEREYRE, S.; BEBEAR, C. Development of a real -time PCR targeting the yidC \ngene for the detection of Mycoplasma hominis and comparison with quantitative \nculture. Clin. Microbiol. Infect., v. 17, n. 2, p. 155-159, 2011. \n \nFRASER, C. M.; GOCAYNE, J. D.; WHITE, O.; ADAMS, M. D.; CLAYTON, R. A.; \nFLEISCHMANN, R. D.; BULT, C. J.; KERLAVAGE, A. R.; SUTTON, G.; KELLEY, \nJ. M.; FRITCHMAN, R. D.; WEIDMAN, J. F.; SMALL, K. V.; SANDUSKY, M.; \n\n125 \n \nFUHRMANN, J.; NGUYEN, D.; UTTERBACK, T. R.; SAUDEK, D. M.; PHILLIPS, \nC. A.; MERRICK, J. M.; TOMB, J. F.; DOUGHERTY, B. A.; BOTT, K. F.; HU, P. \nC.; LUCIER, T. S.; PETERSON, S. N.; SMITH, H. O.; HUTCHISON, C. A., 3RD; \nVENTER, J. C. The minimal gene complement of Mycoplasma genitalium. \nScience, v. 270, n. 5235, p. 397-403, 1995. \n \nGAJER, P.; BROTMAN, R. M.; BAI, G.; SAKAMOTO, J.; SCHUTTE, U. M.; \nZHONG, X.; KOENIG, S. S.; FU, L.; MA, Z. S.; ZHOU, X.; ABDO, Z.; FORNEY, \nL. J.; RAVEL, J. Temporal dynamics of the human vaginal mic robiota. Sci. \nTransl. Med., v. 4, n. 132, p. 132ra52, May 2 2012. \n \nGALLOWAY, D. A.; LAIMINS, L. A. Human papillomaviruses: shared and distinct \npathways for pathogenesis. Curr. Opin. Virol., v. 14, p. 87-92, 2015. \n \nGARCIA, J.; LEMERCIER, B.; ROMAN-ROMAN, S.; RAWADI, G. A Mycoplasma \nfermentans-derived synthetic lipopeptide induces AP -1 and NF -kappaB activity \nand cytokine secretion in macrophages via the activation of mitogen -activated \nprotein kinase pathways. J. Biol. Chem., v. 273, n. 51, p. 34391-34398, 1998. \n \nGAZVANI, R.; COYNE, L.; ANTTILA, T.; SAIKKU, P.; PAAVONEN, J.; \nTEMPLETON, A. Antibodies to Chlamydia trachomatis in serum and peritoneal \nfluid of women with endometriosis. Hum. Fertil. (Camb)., v. 14, n. 1, p. 64 -67, \n2011. \n \nGEELEN, T. H.; ROSSEN, J. W.; BEERENS, A. M.; POORT, L.; MORRE, S. A.; \nRITMEESTER, W. S.; VAN KRUCHTEN, H. E.; VAN DE PAS, M. M .; \nSAVELKOUL, P. H. Performance of cobas(R) 4800 and m2000 real-time assays \nfor detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in rectal and \nself-collected vaginal specimen. Diagn. Microbiol. Infect. Dis., v. 77, n. 2, p. \n101-105, 2013. \n \nGIUDICE, L. C.; KAO, L. C. Endometriosis. Lancet, v. 364, n. 9447, p. 1789 -\n1799, 2004. \n \nGOULET, M.; DULAR, R.; TULLY, J. G.; BILLOWES, G.; KASATIYA, S. Isolation \nof Mycoplasma pneumoniae from the human urogenital tract. J. Clin. Microbiol., \nv. 33, n. 11, p. 2823-2825, 1995. \n \nGRAD, Y. H.; GOLDSTEIN, E.; LIPSITCH, M.; WHITE, P. J. Improving Con trol \nof Antibiotic -Resistant Gonorrhea by Integrating Research Agendas Across \nDisciplines: Key Questions Arising From Mathematical Modeling. J. Infect. Dis., \nv. 213, n. 6, p. 883-890, 2016. \n \nGRAVITT, P. E.; PEYTON, C. L.; ALESSI, T. Q.; WHEELER, C. M.; COU TLÉE, \nF.; HILDESHEIM, A.; SCHIFFMAN, M. H.; SCOTT, D. R.; APPLE, R. J. Improved \n\n126 \n \namplification of genital human papillomaviruses. J. Clin. Microbiol., v. 38, n. 1, \np. 357-361, 2000. \n \nGRZESKO, J.; ELIAS, M.; MACZYNSKA, B.; KASPRZYKOWSKA, U.; \nTLACZALA, M.; GO LUDA, M. Occurrence of Mycoplasma genitalium in fertile \nand infertile women. Fertil. Steril., v. 91, n. 6, p. 2376-2380, 2009. \n \nGUPTA, A.; GUPTA, A.; GUPTA, S.; MITTAL, A.; CHANDRA, P.; GILL, A. K. \nCorrelation of mycoplasma with unexplained infertility. Arch. Gynecol. Obstet., \nv. 280, n. 6, p. 981-985, 2009. \n \nGUVEN, M. A.; DILEK, U.; PATA, O.; DILEK, S.; CIRAGIL, P. Prevalance of \nChlamydia trochomatis , Ureaplasma urealyticum  and Mycoplasma hominis  \ninfections in the unexplained infertile women. Arch. Gynecol. Obstet., v. 276, n. \n3, p. 219-223, 2007. \n \nGUY, R.; WARD, J.; WAND, H.; RUMBOLD, A.; GARTON, L.; HENGEL, B.; \nSILVER, B.; TAYLOR -THOMSON, D.; KNOX, J.; MCGREGOR, S.; DYDA, A.; \nFAIRLEY, C.; MAHER, L.; DONOVAN, B.; KALDOR, J.; ON BEHALF OF THE, \nS. I. G. Coin fection with Chlamydia trachomatis , Neisseria gonorrhoeae  and \nTrichomonas vaginalis: a cross-sectional analysis of positivity and risk factors in \nremote Australian Aboriginal communities. Sex. Transm. Infect., v. 91, n. 3, p. \n201-206, 2014. \n \nHAGGERTY, C. L.; TAYLOR, B. D. Mycoplasma genitalium: an emerging cause \nof pelvic inflammatory disease. Infect. Dis. Obstet. Gynecol., v. 2011, p. 1-9,  \n2011. \n \nHASEBE, A.; MU, H. H.; COLE, B. C. A potential pathogenic factor from \nMycoplasma hominis is a TLR2-dependent, macrophage-activating, P50-related \nadhesin. Am. J. Reprod. Immunol., v. 72, n. 3, p. 285-295, 2014. \n \nHE, J.; WANG, S.; ZENG, Y.; YOU, X.; MA, X.; WU, N.; WU, Y. Binding of CD14 \nto Mycoplasma genitalium -derived lipid -associated membrane protei ns \nupregulates TNF-α. Inflammation, v. 37, n. 2, p. 322-330, 2014. \n \nHE, J.; YOU, X.; ZENG, Y.; YU, M.; ZUO, L.; WU, Y. Mycoplasma genitalium-\nderived lipid-associated membrane proteins activate NF-kappaB through toll-like \nreceptors 1, 2, and 6 and CD14 in a  MyD88-dependent pathway. Clin. Vaccine \nImmunol., v. 16, n. 12, p. 1750-1757, 2009. \n \nHEBNER, C. M.; LAIMINS, L. A. Human papillomaviruses: basic mechanisms of \npathogenesis and oncogenicity. Rev. Med. Virol., v. 16, n. 2, p. 83-97, 2006. \n \n\n127 \n \nHEMMINGS, R.; RIVA RD, M.; OLIVE, D. L.; POLIQUIN -FLEURY, J.; GAGNE, \nD.; HUGO, P.; GOSSELIN, D. Evaluation of risk factors associated with \nendometriosis. Fertil. Steril., v. 81, n. 6, p. 1513-1521, 2004. \n \nHERINGTON, J. L.; BRUNER -TRAN, K. L.; LUCAS, J. A.; OSTEEN, K. G. \nImmune interactions in endometriosis. Expert Rev. Clin. Immunol., v. 7, n. 5, p. \n611-626, 2011. \n \nHOPFE, M.; DEENEN, R.; DEGRANDI, D.; KOHRER, K.; HENRICH, B. Host cell \nresponses to persistent mycoplasmas--different stages in infection of HeLa cells \nwith Mycoplasma hominis. Plos One, v. 8, n. 1, p. e54219,  2013. \n \nHORNOK, S.; HAJTOS, I.; MELI, M. L.; FARKAS, I.; GONCZI, E.; MEILI, T.; \nHOFMANN-LEHMANN, R. First molecular identification of Mycoplasma ovis and \n'Candidatus M. haemoovis' from goat, with lack of  haemoplasma PCR-positivity \nin lice. Acta. Vet. Hung., v. 60, n. 3, p. 355-360, 2012. \n \nHUMBURG, J.; FREI, R.; WIGHT, E.; TROEGER, C. Accuracy of urethral swab \nand urine analysis for the detection of Mycoplasma hominis  and Ureaplasma \nurealyticum in women wi th lower urinary tract symptoms. Arch. Gynecol. \nObstet., v. 285, n. 4, p. 1049-1053, 2012. \n \nHUSBY, G. K.; HAUGEN, R. S.; MOEN, M. H. Diagnostic delay in women with \npain and endometriosis. Acta. Obstet. Gynecol. Scand., v. 82, n. 7, p. 649-53, \nJul 2003. \n \nIARC. GLOBOCAN 2012 Estimated Cancer Incidence, Mortality and Prevalence \nWorldwide.  2012.  Disponível em: < http://globocan.iarc.fr/Default.aspx >.  \n \nINCA. Estimativa 2014: Incidência de Câncer no Brasil.  Rio de Janeiro: INCA, \n2014. 124 ISBN 978-85-7318-237-8. \n \nJENSEN, J. S. Mycoplasma genitalium: the aetiological agent of urethritis and \nother sexually transmitted diseases. J. Eur. Acad. Dermatol. Venereol., v. 18, \nn. 1, p. 1-11, Jan 2004. \n \nJENSEN, J. S.; BLOM, J.; LIND, K. Intracellular locat ion of Mycoplasma \ngenitalium in cultured Vero cells as demonstrated by electron microscopy. Int. J. \nExp. Pathol., v. 75, n. 2, p. 91-98, 1994. \n \nJENSEN, J. S.; ULDUM, S. A.; SØNDERGÅRD -ANDERSEN, J.; VUUST, J.; \nLIND, K. Polymerase chain reaction for detection of Mycoplasma genitalium in \nclinical samples. J. Clin. Microbiol., v. 29, n. 1, p. 46-50, 1991. \n \n\n128 \n \nJOMBO, G. T.; ENENEBEAKU, M. N. Genital mycop lasma infections among \nwomen in an urban community of northern Nigeria: do we need to search for \nthem? Niger. J. Med., v. 17, n. 3, p. 310-316, 2008. \n \nKACEROVSKY, M.; CELEC, P.; VLKOVA, B.; SKOGSTRAND, K.; HOUGAARD, \nD. M.; COBO, T.; JACOBSSON, B. Amniotic fluid protein profiles of intraamniotic \ninflammatory response to Ureaplasma spp. and other bacteria. PLoS One, v. 8, \nn. 3, p. e60399,  2013. \n \nKANG, Y. J.; JEUNG, I. C.; PARK, A.; PARK, Y. J.; JUNG, H.; KIM, T. D.;, LEE, \nH. G.; CHOI, I.; YOON, S. R. An increased level of IL -6 suppresses NK cell \nactivity in peritoneal fluid of patients with endometriosis via regulation of SHP -2 \nexpression. Hum. Reprod., v. 29, n.10, p. 2176-2189, 2014.  \n \nKANODIA, S.; FAHEY, L. M.; KAST, W. M. Mechanisms used by human \npapillomaviruses to escape the host immune response. Curr. Cancer. Drug. \nTargets., v. 7, n. 1, p. 79-89, 2007. \n \nKHAN, K. N.; FUJISHITA, A.; KITAJIMA, M.; HIRAKI, K.; NAKASHIMA, M.; \nMASUZAKI, H. Intra -uterine microbial colonization and occurrence of \nendometritis in women with endometriosisdagger. Hum. Reprod., v. 29, n. 11, p. \n2446-2456, 2014. \n \nKHAN, K. N.; FUJISHITA, A.; MASUMOTO, H.; MUTO, H.; KITAJIMA, M.; \nMASUZAKI, H.; KITAWAKI, J. Molecular detection of intrauterine microbial \ncolonization in women with endometriosis. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. \nBiol., v. 199, p. 69-75, 2016. \n \nKHAN, K. N .; KITAJIMA, M.; HIRAKI, K.; YAMAGUCHI, N.; KATAMINE, S.; \nMATSUYAMA, T.; NAKASHIMA, M.; FUJISHITA, A.; ISHIMARU, T.; MASUZAKI, \nH. Escherichia coli  contamination of menstrual blood and effect of bacterial \nendotoxin on endometriosis. Fertil. Steril., v. 94, n. 7, p. 2860-2863, 2010. \n \nKHAN, K. N.; KITAJIMA, M.; INOUE, T.; FUJISHITA, A.; NAKASHIMA, M.; \nMASUZAKI, H. 17beta-estradiol and lipopolysaccharide additively promote pelvic \ninflammation and growth of endometriosis. Reprod. Sci., v. 22, n. 5, p. 585-594, \n2015. \n \nKOBAYASHI, H.; HIGASHIURA, Y.; SHIGETOMI, H.; KAJIHARA, H. \nPathogenesis of endometriosis: the role of initial infection and subsequent sterile \ninflammation (Review). Mol. Med. Rep., v. 9, n. 1, p. 9-15, 2014. \n \nKODATI, V. L.; GOVINDAN, S.; MOVVA, S.; PONNALA, S.; HASAN, Q. Role of \nShigella infection in endometriosis: a novel hypothesis. Med. Hypotheses, v. 70, \nn. 2, p. 239-243, 2008. \n\n129 \n \n \nKOEDIJK, F. D.; VAN BERGEN, J. E.; DUKERS -MUIJRERS, N. H.; VAN \nLEEUWEN, A. P.; HOEBE, C. J.; VAN DER SANDE, M. A.; DUTCH, S. T. I. C. \nThe value of testing multiple anatomic sites for gonorrhoea and chlamydia in \nsexually transmitted infection centres in the Netherlands, 2006-2010. Int. J. STD \nAIDS, v. 23, n. 9, p. 626-631, 2012. \n \nKONG, F.; MA, Z.; JAMES, G.; GORDON, S.; GILBERT, G. L. Molecular \ngenotyping of human Ureaplasma species based on multiple -banded antigen \n(MBA) gene sequences. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., v. 50, p. 1921-1929, 2000. \n \nKORTE, J. E.; BASEMAN, J. B.; CAGLE, M. P.; HERRERA, C.; PIPER, J. M.; \nHOLDEN, A. E.; PERDUE, S. T.; CHAMPION, J. D.; SHAIN, R. N. Cervicitis and \ngenitourinary symptoms in women culture positive for Mycoplasma genitalium. \nAm. J. Reprod. Immunol., v. 55, n. 4, p. 265-275, 2006. \n \nKOTANI, H.; BUTLER, G. H.; TALLARIDA, D.; CODY, C.; MCGARRITY, G. J. \nMicrobiological cultivation of Mycoplasma hyorhinis from cell cultures. In Vitro \nCell. Dev. Biol., v. 26, n. 1, p. 91-96, 1990. \n \nKRALICKOVA, M.; VETVICKA, V. Immuno logical aspects of endometriosis: a \nreview. Ann. Transl. Med., v. 3, n. 11, p. 153-167, 2015. \n \nKRAUSE, D. C.; CHEN, Y. Y. Interaction of Mycoplasma pneumoniae with HeLa \ncells. Infect. Immun., v. 56, n. 8, p. 2054-2059, 1988. \n \nKRAUSE, D. C.; LEITH, D. K.; WILSON, R. M.; BASEMAN, J. B. Identification of \nMycoplasma pneumoniae proteins associated with hemadsorption and virulence. \nInfect. Immun., v. 35, n. 3, p. 809-817, 1982. \n \nKUPPER, T. S.; FUHLBRIGGE, R. C. Immune surveillance in the skin: \nmechanisms and clinical consequences. Nat. Rev. Immunol., v. 4, n. 3, p. 211-\n222, 2004. \n \nKYO, S.; INOUE, M.; HAYASAKA, N.; INOUE, T.; YUTSUDO, M.; TANIZAWA, \nO.; HAKURA, A. Regulation of early gene expression of human papillomavirus \ntype 16 by inflammatory cytokines. Virology, v. 200, n. 1, p. 130-139, 1994. \n \nLARSEN, B.; GALASK, R. P. Vaginal microbial flora: practical and theoretic \nrelevance. Obstet. Gynecol., v. 55, n. 5 Suppl, p. 100S-113S, May 1980. \n \nLARSEN, B.; HWANG, J. Mycoplasma, Ureaplasma, and adverse pregnancy \noutcomes: a fresh look. Infect. Dis. Obstet. Gynecol., v. 2010, p. 1-7, 2010. \n \n\n130 \n \nLAUFER, M. R.; GOLDSTEIN, D. P. Dysmenorrhea, pelvic pain and the pre -\nmenstrual syndrome. In: EMANS, S. F.;LAUFER, M. R., et al (Ed.). Pediatric and \nadolescent gynecology. New York: Lippincott, 1998. p.365-410.   \n \nLEACH, R. H. The osmotic requirements for growth of Mycoplasma. J. Gen. \nMicrobiol., v. 27, p. 345-354, 1962. \n \nLO, S. C.; HAYES, M. M.; WANG, R. Y.; PIERCE, P. F.; KOTANI, H.; SHIH, J. \nW. Newly discovered mycoplasma isolated from patients infected with HIV. \nLancet, v. 338, n. 8780, p. 1415-1418, 1991. \n \nLUO, X. Z.; ZHOU, W. J.; TAO, Y.; WANG, X. Q.; LI, D. J. TLR4 A ctivation \nPromotes the Secretion of IL-8 Which Enhances the Invasion and Proliferation of \nEndometrial Stromal Cells in an Autocrine Manner via the FAK Signal Pathway. \nAm. J. Reprod. Immunol., v. 74, n. 6, p. 467-479, 2015. \n \nMAEDA, N.; IZUMIYA, C.; OGURI, H.; KUSUME, T.; YAMAMOTO, Y.; FUKAYA, \nT. Aberrant expression of intercellular adhesion molecule -1 and killer inhibitory \nreceptors induces immune tolerance in women with pelvic endometriosis. Fertil. \nSteril., v. 77, n. 4, p. 679-683, 2002. \n \nMAEDA, S.; DEGUCHI, T.; ISHIKO, H.; MATSUMOTO, T.; NAITO, S.; KUMON, \nH.; TSUKAMOTO, T.; ONODERA, S.; KAMIDONO, S. Detection of Mycoplasma \ngenitalium, Mycoplasma hominis , Ureaplasma parvum  (biovar 1) and \nUreaplasma urealyticum  (biovar 2) in patients with non -gonococcal urethritis \nusing polymerase chain reaction-microtiter plate hybridization. Int. J. Urol., v. 11, \nn. 9, p. 750-754, 2004. \n \nMAGGI, R. G.; MASCARELLI, P. E.; BALAKRISHNAN, N.; ROHDE, C. M.; \nKELLY, C. M.; RAMAIAH, L. ; LEACH, M. W.; BREITSCHWERDT, E. B. \n\"Candidatus Mycoplasma haemomacaque\" and Bartonella quintana bacteremia \nin cynomolgus monkeys. J. Clin. Microbiol., v. 51, n. 5, p. 1408-1411, 2013. \n \nMANHART, L. E.; CRITCHLOW, C. W.; HOLMES, K. K.; DUTRO, S. M.; \nESCHENBACH, D. A.; STEVENS, C. E.; TOTTEN, P. A. Mucopurulent cervicitis \nand Mycoplasma genitalium. J. Infect. Dis., v. 187, n. 4, p. 650-657, 2003. \n \nMANILOFF, J.; MCELHANEY, R. N.; FINCH, L. R.; BASEMAN, J. B. \nMycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis .  W ashington, D.C.: \nAmerican Society for Microbiology, 1992. 609 p ISBN 1-55581-050-0. \n \nMARQUES, L. M.; UENO, P. M.; BUZINHANI, M.; CORTEZ, B. A.; NETO, R. L.; \nYAMAGUTI, M.; OLIVEIRA, R. C.; GUIMARAES, A. M.; MONEZI, T. A.; BRAGA, \nA. C., JR.; MACHADO -SANTELLI, G. M.; TIMENETSKY, J. Invasion of \nUreaplasma diversum in Hep-2 cells. BMC Microbiol., v. 10, n. 83, p. 1-8, 2010. \n\n131 \n \n \nMCGOWIN, C. L.; ANNAN, R. S.; QUAYLE, A. J.; GREENE, S. J.; MA, L.; \nMANCUSO, M. M.; ADEGBOYE, D.; MARTIN, D. H. Persistent Mycoplasma \ngenitalium infection of human endocervical epithelial cells elicits chronic \ninflammatory cytokine secretion. Infect. Immun., v. 80, n. 11, p. 3842 -3849, \n2012. \n \nMCGOWIN, C. L.; MA, L.; MARTIN, D. H.; PYLES, R. B. Mycoplasma genitalium-\nencoded MG309 activates NF -kappaB via Toll -like receptors 2 and 6 to elicit \nproinflammatory cytokine secretion from human genital epithelial cells. Infect. \nImmun., v. 77, n. 3, p. 1175-1181, 2009. \n \nMCGOWIN, C. L.; POPOV, V. L.; PYLES, R. B. Intracellular Mycoplasma \ngenitalium infection of human vaginal and cervical epithelial cells elicits distinct \npatterns of inflammatory cytokine secretion and provides a possible survival \nniche against macrophage-mediated killing. BMC Microbiol., v. 9, n. 139,  p. 1 -\n11, 2009. \n \nMELIS, G. B.; NERI, M.; CORDA, V.; MALUNE, M. E.; PIRAS, B.; PIRARBA, S.; \nGUERRIERO, S.; ORRU, M.; D'ALTERIO, M. N.; ANG IONI, S.; PAOLETTI, A. \nM. Overview of elagolix for the treatment of endometriosis. Expert. Opin. Drug. \nMetab. Toxicol., v. 12, n. 5, p. 581-588, 2016. \n \nMERNAUGH, G. R.; DALLO, S. F.; HOLT, S. C.; BASEMAN, J. B. Properties of \nadhering and nonadhering populations of Mycoplasma genitalium. Clin. Infect. \nDis., v. 17, p. 69-77, 1993. \n \nMEYER, R. Uber den staude der frage der adenomyosites adenomyoma in \nallgemeinen und adenomyometritis sarcomastosa. Zentralbl. Gynakol., v. 36, p. \n745-750, 1919. \n \nMICHOU, I. V.; CONSTANTOULAKIS, P.; MAKAROUNIS, K.; GEORGOULIAS, \nG.; KAPETANIOS, V.; TSILIVAKOS, V. Molecular investigation o f menstrual \ntissue for the presence of Chlamydia trachomatis, Ureaplasma urealyticum and \nMycoplasma hominis collected by women with a history of infertility. J. Obstet. \nGynaecol. Res., v. 40, n. 1, p. 237-242, 2014. \n \nMILANEZI, F.; FALCONI, A.; SCHNABEL, B.; RICARDI, L. R.; MONFREDINI, P. \nM.; ZILIOTTO, A. T.; LOPES, V. F.; MACHADO, S. A.; OLIV EIRA, M. J.; \nCENTRONE, C. C.; NAKANO, V. Prevalence of Mycoplasma hominis  and \nUreaplasma spp. in Routine Gynecological Care in Sao Paulo City, Brazil. Arch. \nClin. Infec. Dis., v. 11, n. 3, p. e36668, 2016. \n \nMILES, R.; NICHOLAS, R. Mycoplasma protocols: Introduction. Methods Mol. \nBiol.,  v. 104. Totowa: Humana Press, 1998. 330 p.  \n\n132 \n \nMILES, R. J. Cell nutrition and growth. In: Manilloff, J.; Mcelhaney, R. N.; Finch, \nL. R.; Baseman, J. B. (Ed.). Mycoplasmas: molecular biology and \npathogenesis. Washington: American Society for Microbiology, 1992. P. 23-40.  \n \nMISSMER, S. A.; HANKINSON, S.  E.; SPIEGELMAN, D.; BARBIERI, R. L.; \nMARSHALL, L. M.; HUNTER, D. J. Incidence of laparoscopically confirmed \nendometriosis by demographic, anthropometric, and lifestyle factors. Am. J. \nEpidemiol., v. 160, n. 8, p. 784-796, 2004. \n \nMOBLEY, V. L.; HOBBS, M. M .; LAU, K.; WEINBAUM, B. S.; GETMAN, D. K.; \nSENA, A. C. Mycoplasma genitalium infection in women attending a sexually \ntransmitted infection clinic: diagnostic specimen type, coinfections, and \npredictors. Sex. Transm. Dis., v. 39, n. 9, p. 706-709, 2012. \n \nMOI, H.; REINTON, N.; MOGHADDAM, A. Mycoplasma genitalium in women \nwith lower genital tract inflammation. Sex. Transm. Infect., v. 85, n. 1, p. 10-14, \n2009. \n \nMOINI, A.; MALEKZADEH, F.; AMIRCHAGHMAGHI, E.; KASHFI, F.; \nAKHOOND, M. R.; SAEI, M.; MIRBOLOK, M. H . Risk factors associated with \nendometriosis among infertile Iranian women. Arch. Med. Sci., v. 9, n. 3, p. 506-\n514, 2013. \n \nMOSBAH, A.; NABIEL, Y.; KHASHABA, E. Interleukin -6, intracellular adhesion \nmolecule-1, and glycodelin A levels in serum and peritoneal fluid as biomarkers \nfor endometriosis. Int. J. Gynaecol. Obstet., 2016. [In press]. \n \nMS/INCA. Falando sobre câncer do col o do útero : Ministério da Saúde. \nSecretaria Nacional de Assistência à Saúde.  Instituto Nacional de Câncer. \nCoordenação de Prevenção e Vigilância (Conprev).  Rio de Janeiro: MS/INCA, \n2002 2002. \n \nMUNOZ, J. L.; GOJE, O. J. Mycoplasma genitalium : An Emerging Se xually \nTransmitted Infection. Scientifica (Cairo), v. 2016, p. 1-5, 2016. \n \nNACUL, A. P.; SPRITZER, P. M. [Current aspects on diagnosis and treatment of \nendometriosis]. Rev. Bras. Ginecol. Obstet., v. 32, n. 6, p. 298-307, 2010. \n \nNOCARD; ROUX. The microbe of pleuropneumonia. 1896. Rev. Infect. Dis., v. \n12, n. 2, p. 354-358, 1990. \n \nOLOVSSON, M. Immunological aspects of endometriosis: an update. Am. J. \nReprod. Immunol., v. 66, p. 101-104, 2011. \n \n\n133 \n \nOLSEN, B.; LAN, P. T.; STALSBY LUNDBORG, C.; KHANG, T. H.; UNEMO, M. \nPopulation-based assessment of Mycoplasma genitalium  in Vietnam --low \nprevalence among married women of reproductive age in a rural area. J. Eur. \nAcad. Dermatol. Venereol., v. 23, n. 5, p. 533-537, 2009. \n \nOLSON, L. D.; RENSHAW, C. A.; ROTTEM, S.; BOAL, J. H. Arginine utilization \nby Mycoplasma fermentans is not regulated by glucose metabolism: a 13C-NMR \nstudy. FEMS Microbiol. Lett., v. 108, n. 1, p. 47-52, 1993. \n \nOOSTERLYNCK, D. J.; MEULEMAN, C.; WAER, M.; KONINCKX, P. R.; \nVANDEPUTTE, M. Immunosuppressive activity of peritoneal fluid in women with \nendometriosis. Obstet. Gynecol., v. 82, n. 2, p. 206-212, 1993. \n \nOPPELT, P.; RENNER, S. P.; STRICK, R.; VALLETTA, D.; MEHLHORN, G.; \nFASCHING, P. A.; BECKMANN, M. W.; STRISSEL, P. L. Correlation of high-risk \nhuman papilloma viruses but not of herpes viruses or Chlamydia trachomatis with \nendometriosis lesions. Fertil. Steril., v. 93, n. 6, p. 1778-1786, 2010. \n \nOSUGA, Y.; KOGA, K.; HIROTA, Y.; HIRATA, T.; YOSHINO, O.; TAKETANI, Y. \nLymphocytes in endometriosis. Am. J. Reprod. Immunol., v. 65, n. 1, p. 1 -10, \n2011. \n \nOZKAN, S.; MURK, W.; ARICI, A. Endometriosis and infertility: epidemiology and \nevidence-based treatments. Ann. N. Y. Acad. Sci., v. 1127, p. 92-100, 2008. \n \nPARAZZINI, F.; ESPOSITO, G.; TOZZI, L.; NOLI, S.; BIANCHI, S. Epidemiology \nof endometriosis and its comorbidities. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., \n2016. \n \nPATEL, M. A.; NYIRJESY, P. Role of Mycoplasma and ureaplasma species in \nfemale lower genital tract infections. Curr. Infect. Dis. Rep., v. 12, n. 6, p. 417 -\n422, 2010. \n \nPELTIER, M. R.; FREEMAN, A. J.; MU, H. H.; COLE, B. C. Characterization of \nthe macrophage-stimulating activity from Ureaplasma urealyticum. Amer. Journ. \nReprod. Immun., v. 57, n. 3, p. 186-192, Mar 2007. \n \n \nPEREYRE, S.; SIRAND-PUGNET, P.; BEVEN, L.; CHARRON, A.; RENAUDIN, \nH.; BARRE, A.; AVENAUD, P.; JACOB, D.; COULOUX, A.; BARBE, V.; DE \nDARUVAR, A.; BLANCHARD, A.; BEBEAR, C. Life on arginine for Mycoplasma \nhominis: clues from its minim al genome and comparison with other human \nurogenital mycoplasmas. Plos Genet., v. 5, n. 10, p. e1000677, 2009. \n \n\n134 \n \nPERRY, P. A.; KASPER, C. E. Challenges facing research scientists. Biol. Res. \nNurs., v. 2, n. 1, p. 3-4, 2000. \n \nPERRY, R. Endometriosis: a gynecological and colorectal disease. New Zealand \nMed. Journ., v. 118, p. 1535-1539, 2005. \n \nPODGAEC, S.; ABRAO, M. S.; DIAS, J. A., JR.; RIZZO, L. V.; DE OLIVEIRA, R. \nM.; BARACAT, E. C. Endometriosis: an inflammatory disease with a Th2 immune \nresponse component. Hum. Reprod., v. 22, n. 5, p. 1373-1379, 2007. \n \nPODGAEC, S.; DIAS JUNIOR, J. A.; CHAPRON, C.; OLIVEIRA, R. M.; \nBARACAT, E . C.; ABRAO, M. S. Th1 and Th2 i mmune responses related to \npelvic endometriosis. Rev. Assoc. Med. Bras., v. 56, n. 1, p. 92-98, 2010. \n \nPOLLACK, J. D.; JONES, M. A.; WILLIAMS, M. V. The metabolism of AIDS -\nassociated mycoplasmas. Clin. Infect. Dis., v. 17, p. 267-271, 1993. \n \nPOVLSEN, K.; THORSEN, P.; LIND, I. Relationship of Ureaplasma urealyticum \nbiovars to the presence or absence of bacterial vaginosis in pregnant women and \nto the time of delivery. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., v. 20, n. 1, p. 65-67, \n2001. \n \nRAVEL, J.; GAJER, P.; ABDO, Z.; SCHNEIDER, G. M.; KOENIG, S. S.; \nMCCULLE, S. L.; KARLEBACH, S.; GORLE, R.; RUSSELL, J.; TACKET, C. O.; \nBROTMAN, R. M.; DAVIS, C. C.; AULT, K.; PERALTA, L.; FORNEY, L. J. Vaginal \nmicrobiome of reproductive -age women. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A, v. 108 \nSuppl 1, p. 4680-4687, 2011. \n \nRAZIN, S. The mycoplasmas. Microbiol. Rev., v. 42, n. 2, p. 414-470, 1978. \n \n______. The Emmy Klieneberger -Nobel award lecture. Appealing attributes of \nmycoplasmas in cell biology research. Isr. J. Med. Sci., v. 23, n. 5, p. 318 -325, \n1987. \n \n______. The minimal cellular genome of myco plasma. Indian J Biochem \nBiophys, v. 34, n. 1-2, p. 124-130, 1997. \n \nRAZIN, S.; HAYFLICK, L. Highlights of mycoplasma research --an historical \nperspective. Biologicals, v. 38, n. 2, p. 183-190, 2010. \n \nRAZIN, S.; TULLY, J. G. Methods in Mycoplasmology: Mycopl asmas \nCharacterization. New York: Academic Press, 1983. v.1, 54 p. \n \n\n135 \n \nRAZIN, S.; YOGEV, D.; NAOT, Y. Molecular biology and pathogenicity of \nmycoplasmas. Microbiol. Mol. Biol. Rev., v. 62, n. 4, p. 1094-1156, 1998. \n \nRIAZI, H.; TEHRANIAN, N.; ZIAEI, S.; MOHAMM ADI, E.; HAJIZADEH, E.; \nMONTAZERI, A. Clinical diagnosis of pelvic endometriosis: a scoping review. \nBMC Womens Health, v. 15, v. 39,  p. 1-10, 2015. \n \nROBERTSON, J. A.; STEMKE, G. W.; DAVIS, J. W.; HARASAWA, R.; \nTHIRKELL, D.; KONG, F.; SHEPARD, M. C.; FORD, D. K. Proposal of \nUreaplasma parvum  sp. nov. and emended description of Ureaplasma \nurealyticum (Shepard et al. 1974) Robertson et al. 2001. Int. J. Syst. Evol. \nMicrobiol., v. 52, n. 2, p. 587-597, 2002. \n \nRODRIGUES, M. M.; FERNANDES, P. A.; HADDAD, J. P.; PAIVA, M. C.; \nSOUZA MDO, C.; ANDRADE, T. C.; FERNANDES, A. P. Frequency of \nChlamydia trachomatis , Neisseria gonorrhoeae , Mycoplasma genitalium , \nMycoplasma hominis and Ureaplasma species in cervical samples. J. Obstet. \nGynaecol., v. 31, n. 3, p. 237-241, 2011. \n \nROSENGARTEN, R.; CITTI, C.; GLEW, M.; LISCHEWSKI, A.; DROESSE, M.; \nMUCH, P.; WINNER, F.; BRANK, M.; SPERGSER, J. Host-pathogen interactions \nin mycoplasma pathogenesis: virulence and survival strategies of minimalist \nprokaryotes. Int. J. Med. Microbiol., v. 290, n. 1, p. 15-25, 2000. \n \nROSS, J. D.; JENSEN, J. S. Mycoplasma genitalium as a sexually transmitted \ninfection: implications for screeni ng, testing, and treatment. Sex. Transm. \nInfect., v. 82, n. 4, p. 269-271, 2006. \n \nROTTEM, S. Interaction of mycoplasmas with host cells. Physiol. Rev., v. 83, n. \n2, p. 417-432, 2003. \n \nROTTEM, S.; NAOT, Y. Subversion and exploitation of host cells by \nmycoplasmas. Trends. Microbiol., v. 6, n. 11, p. 436-440, 1998. \n \nRUHNKE, H. L.; ROSENDAL, S. Mycoplasmosis in Animals: Laboratory \nDiagnosis. In: WHITFORD, H. W.;ROSENBUSCH, R. F. , et al  (Ed.). Useful \nprotocols for diagnosis of animal mycoplasmas. Iowa: Iowa State University \n1994. cap. 141-144,   \n \nSAMPSON, J. A. Peritoneal endometriosis due to the menstrual dissemination of \nendometrial tissue into the peritoneal cavity. Am. J. Obstet. Gynecol., v. 14, p. \n422-469, 1927. \n \n\n136 \n \nSANTOS, T. M.; PEREIRA, A. M.; LOPES, R. G.; DEPES, D. B. Tempo \ntranscorrido entre o início dos sintomas e o diagnóstico de endometriose. \nEinstein, v. 10, n. 1, p. 39-43, 2012. \n \nSETHI, S.; SINGH, G.; SAMANTA, P.; SHARMA, M. Mycoplasma genitalium: an \nemerging sexually transmitted pat hogen. Indian. J. Med. Res., v. 136, n. 6, p. \n942-955, 2012. \n \nSHIMIZU, T.; KIDA, Y.; KUWANO, K. A triacylated lipoprotein from Mycoplasma \ngenitalium activates NF-kappaB through Toll -like receptor 1 (TLR1) and TLR2. \nInfect. Immun., v. 76, n. 8, p. 3672-3678, 2008. \n \nSHORT, V. L.; TOTTEN, P. A.; NESS, R. B.; ASTETE, S. G.; KELSEY, S. F.; \nMURRAY, P.; HAGGERTY, C. L. The demographic, sexual health and \nbehavioural correlates of Mycoplasma genitalium infection among women with \nclinically suspected pelvic inflammatory disease. Sex. Transm. Infect., v. 86, n. \n1, p. 29-31, 2010. \n \nSIGNORILE, P. G.; BALDI, A. Endometriosis: new concepts in the pathogenesis. \nInt. J. Biochem. Cell. Biol, v. 42, n. 6, p. 778-780, 2010. \n \nSIKORA, J.; MIELCZAREK-PALACZ, A.; KONDERA-ANASZ, Z. Role of natural \nkiller cell activity in the pathogenesis of endometriosis. Curr. Med. Chem., v. 18, \nn. 2, p. 200-208, 2011. \n \n______. Association of the Precursor of Interleukin -1beta and Peritoneal \nInflammation-Role in Pathogenesis of Endometriosis. J. Clin. Lab. Anal., v. 28, \np. 1-7, 2016. \n \nSIQUEIRA, F. M.; THOMPSON, C. E.; VIRGINIO, V. G.; GONCHOROSKI, T.; \nREOLON, L.; ALMEIDA, L. G.; DA FONSECA, M. M.; DE SOUZA, R.; \nPROSDOCIMI, F.; SCHRANK, I. S.; FERREIRA, H. B.; DE VASCONCELOS, A. \nT.; ZAHA, A. New insights on the biology of swine respiratory tract mycoplasmas \nfrom a comparative genome analysis. BMC Genomics, v. 14, p. 175, 2013. \n \nSNIJDERS, P. J.; VAN DEN BRULE, A. J.; SCHRIJNEMAKERS, H. F.; SNOW, \nG.; MEIJER, C. J.; WALBOOMERS, J. M. The use of genera l primers in the \npolymerase chain reaction permits the detection of a broad spectrum of human \npapillomavirus genotypes. J. Gen. Virol., v. 71, p. 173-181, 1990. \n \nSONAWANE, G. G.; TRIPATHI, B. N. Comparison of a quantitative real -time \npolymerase chain reaction (qPCR) with conventional PCR, bacterial culture and \nELISA for detection of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis infection in \nsheep showing pathology of Johne's disease. Springerplus, v. 2, n. 1, p. 1-22 , \n2013. \n\n137 \n \n \nSONNENBERG, P.; ISON, C. A.; CLIFTON, S.; FIELD, N.; TANTON, C.; \nSOLDAN, K.; BEDDOWS, S.; ALEXANDER, S.; KHANOM, R.; SAUNDERS, P.; \nCOPAS, A. J.; WELLINGS, K.; MERCER, C. H.; JOHNSON, A. M. Epidemiology \nof Mycoplasma genitalium in British men and women aged 16-44 years: evidence \nfrom the third National Survey of Sexual Attitudes and Lifestyles (Natsal -3). Int. \nJ. Epidemiol., v. 44, n. 6, p. 1982-1994, 2015. \n \nSTEFANSSON, H.; GEIRSSON, R. T.; STEINTH ORSDOTTIR, V.; JONSSON, \nH.; MANOLESCU, A.; KONG, A.; INGADOTTIR, G.; GULCHER, J.; \nSTEFANSSON, K. Genetic factors contribute to the risk of developing \nendometriosis. Hum. Reprod., v. 17, n. 3, p. 555-559, 2002. \n \nSUN, X.; JONES, H. P.; DOBBS, N.; BODHANKAR, S.; SIMECKA, J. W. \nDendritic cells are the major antigen presenting cells in inflammatory lesions of \nmurine Mycoplasma respiratory disease. PLoS One, v. 8, n. 2, p. e55984, 2013. \n \nSUNG, T. J. Ureaplasma infections in pre -term infants: Recent information \nregarding the role of Ureaplasma species as neonatal pathogens. Korean J . \nPediatr., v. 53, n. 12, p. 989-993, 2010. \n \nTAYLOR-ROBINSON, D.; JENSEN, J. S. Mycoplasma genitalium: from Chrysalis \nto multicolored butterfly. Clin. Microbiol. Rev., v. 24, n. 3, p. 498-514, 2011. \n \nTAYLOR-ROBINSON, D.; JENSEN, J. S.; SVENSTRUP, H.; STACEY, C. M. \nDifficulties experienced in defining the microbial cause of pelvic inflammatory \ndisease. Int. J. STD AIDS, v. 23, n. 1, p. 18-24, 2012. \n \nTAYLOR-ROBINSON, D.; TULLY, J. G.; FURR,  P. M.; COLE, R. M.; ROSE, D. \nL.; HANNA, N. F. Urogenital mycoplasma infections of man: a review with \nobservations on a recently discovered mycoplasma. Isr. J. Med. Sci., v. 17, n. 7, \np. 524-530, 1981. \n \nTENG, L. J.; ZHENG, X.; GLASS, J. I.; WATSON, H. L.; TSAI, J.; CASSELL, G. \nH. Ureaplasma urealyticum  biovar specificity and diversity are encoded in \nmultiple-banded antigen gene. J. Clin. Microbiol., v. 32, n. 6, p. 1464 -9, Jun \n1994. \n \nTHANAWONGNUWECH, R.; YOUNG, T. F.; THACKER, B. J.; THACKER, E. L. \nDifferential production of proinflammatory cytokines: in vitro PRRSV and \nMycoplasma hyopneumoniae  co-infection model. Vet. Immunol. \nImmunopathol., v. 79, n. 1-2, p. 115-27, May 10 2001. \n \n\n138 \n \nTHOMS, H. Diagnosis of Uterine Cancer by the Vaginal Smear. Yale J. Biol. \nMed., v. 15, n. 6, p. 924-924, 1943. \n \nTULLY, J. Methods in Mycoplasmology V2: Diagnostic Mycoplasmology .   \nNew York: Elsevier Science, 1983. 464 p.  \n \nTULLY, J. G. Current status of t he mollicute flora of humans. Clin. Infect. Dis., \nv. 17, p. 2-9, 1993. \n \nUENO, P. M.; TIMENETSKY, J.; CENTONZE, V. E.; WEWER, J. J.; CAGLE, M.; \nSTEIN, M. A.; KRISHNAN, M.; BASEMAN, J. B. Interaction of Mycoplasma \ngenitalium with host cells: evidence for nuclear localization. Microbiology, v. \n154, n. Pt 10, p. 3033-3041, 2008. \n \nUNEMO, M.; SHAFER, W. M. Antimicrobial resistance in Neisseria gonorrhoeae \nin the 21st century: past, evolution, and future. Clin. Microbiol. Rev., v. 27, n. 3, \np. 587-613, 2014. \n \nVERTERAMO, R.; PATELLA, A.; CALZOLARI, E.; RECINE, N.; MARCONE, V.; \nOSBORN, J.; CHIARINI, F.; DEGENER, A. M. An epidemiological survey of \nMycoplasma hominis and Ureaplasma urealyticum in gynaecological outpatients, \nRome, Italy. Epidemiol. Infect., v. 141, n. 12, p. 2650-2657, 2013. \n \nVESTERGAARD, A. L.; KNUDSEN, U. B.; MUNK, T.; ROSBACH, H.; \nBIALASIEWICZ, S.; SLOOTS, T. P.; MARTENSEN, P. M.; ANTONSSON, A. Low \nprevalence of DNA viruses in the human endometrium and endometriosis. Arch. \nVirol., v. 155, n. 5, p. 695-703, 2010. \n \nVINATIER, D.; ORAZI, G.; COSSON, M.; DUFOUR, P. Theories of \nendometriosis. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., v. 96, n. 1, p. 21 -34, \n2001. \n \nVISCARDI, R. M. Ureaplasma species: role in neonatal morbidities  and \noutcomes. Arch. Dis. Child Fetal Neonatal Ed., v. 99, n. 1, p. 87-92, 2014. \n \nWAITES, K. B.; CROUSE, D. T.; CASSELL, G. H. Therapeutic considerations for \nUreaplasma urealyticum infections in neonates. Clin. Infect. Dis., v. 17, p. 208-\n214, 1993. \n \nWAITES, K. B.; KATZ, B.; SCHELONKA, R. L. Mycoplasmas and ureaplasmas \nas neonatal pathogens. Clin. Microbiol. Rev., v. 18, n. 4, p. 757-789, 2005. \n \n\n139 \n \nWAITES, K. B.; SCHELONKA, R. L.; XIAO, L.; GRIGSBY, P. L.; NOVY, M. J. \nCongenital and opportunistic infectio ns: Ureaplasma species and Mycoplasma \nhominis. Semin. Fetal Neonatal Med., v. 14, n. 4, p. 190-199, 2009. \n \nWALKER, J.; FAIRLEY, C. K.; BRADSHAW, C. S.; TABRIZI, S. N.; CHEN, M. Y.; \nTWIN, J.; TAYLOR, N.; DONOVAN, B.; KALDOR, J. K.; MCNAMEE, K.; URBAN, \nE.; WALKER, S.; CURRIE, M.; BIRDEN, H.; BOWDEN, F.; GUNN, J.; PIROTTA, \nM.; GURRIN, L.; HARINDRA, V.; GARLAND, S.; HOCKING, J. S. The difference \nin determinants of Chlamydia trachomatis  and Mycoplasma genitalium  in a \nsample of young Australian women. BMC Infect. Dis., v. 11, p. 1-9, 2011. \n \nWEINSTEIN, S. A.; STILES, B. G. A review of the epidemiology, diagnosis and \nevidence-based management of Mycoplasma genitalium. Sex. Health, v. 8, n. 2, \np. 143-158, 2011. \n \nWHO. Global status report on noncommunicable diseases 2014. \nSwitzerland: World Health Organization, 2014. \n \nWIESNER, P. J.; THOMPSON, S. E., 3RD. Gonococcal diseases. Dis. Mon., v. \n26, n. 5, p. 1-44, 1980. \n \nWIRA, C. R.; FAHEY, J. V.; SENTMAN, C. L.; PIOLI, P. A.; SHEN, L. Innate and \nadaptive immunity in female genital tract: cellular responses and interactions. \nImmunol. Rev., v. 206, p. 306-335, 2005. \n \nWOOLARD, M. D.; HUDIG, D.; TABOR, L.; IVEY, J. A.; SIMECKA, J. W. NK cells \nin gamma -interferon-deficient mice suppress lung innate immunity against \nMycoplasma spp. Infect. Immun., v. 73, n. 10, p. 6742-6751, 2005. \n \nWORKOWSKI, K. A.; BOLAN, G. A.; CENTERS FOR DISEASE, C.; \nPREVENTION. Sexually transmitted diseases  treatment guidelines, 2015. \nMMWR Recomm. Rep., v. 64, n. 3, p. 1-137, 2015. \n \nWU, Y.; QIU, H.; ZENG, Y.; YOU, X.; DENG, Z.; YU, M.; ZHU, C. Mycoplasma \ngenitalium lipoproteins induce human monocytic cell expression of \nproinflammatory cytokines and apoptosis  by activating nuclear factor kappaB. \nMediators Inflamm., v. 2008, p. e195427, 2008. \nXIAO, L.; GLASS, J. I.; PARALANOV, V.; YOOSEPH, S.; CASSELL, G. H.; \nDUFFY, L. B.; WAITES, K. B. Detection and Characterization of Human \nUreaplasma Species and Serovars by Real-Time PCR. Journ. Clin. Microbiol., \nv. 48, n. 8, p. 2715-2723, 2010. \n \nXIAO, L.; PARALANOV, V.; GLASS, J. I.; DUFFY, L. B.; ROBERTSON, J. A.; \nCASSELL, G. H.; CHEN, Y. Y.; WAITES, K. B. Extensive Horizontal Gene \n\n140 \n \nTransfer in Ureaplasmas from Humans Questi ons the Utility of Serotyping for \nDiagnostic Purposes. J. Clin. Microbiol., v. 49, n. 8, p. 2818-2826, 2011. \n \nXU, Y. F.; LI, H.; CHEN, W.; YAO, X. M.; XING, Y.; WANG, X.; ZHONG, J.; \nMENG, G. X. Mycoplasma hyorhinis Activates the NLRP3 Inflammasome and \nPromotes Migration and Invasion of Gastric Cancer Cells. Plos One, v. 8, n. 11, \np. 1-13, 2013. \n \nYAMAZAKI, T.; MATSUMOTO, M.; MATSUO, J.; ABE, K.; MINAMI, K.; \nYAMAGUCHI, H. Frequency of Chlamydia trachomatis in Ureaplasma-positive \nhealthy women attending their first prenatal visit in a community hospital in \nSapporo, Japan. Bmc Infect. Dis., v. 12, p. 1-8, 2012. \n \nYOU, X.; WU, Y.; ZENG, Y.; DENG, Z.; QIU, H.; YU, M. Mycoplasma genitalium-\nderived lipid -associated membrane proteins induce activation of MAPKs, NF -\nkappaB and AP-1 in THP-1 cells. FEMS Immunol. Med. Microbiol., v. 52, n. 2, \np. 228-236, 2008. \n \nZUO, L. L.; WU, Y. M.; YOU, X. X. Mycoplasma lipoproteins and Toll -like \nreceptors. J. Zhejiang. Univ. Sci. B., v. 10, n. 1, p. 67-76, 2009. \n  \n\n141 \n \nAPÊNDICE A – Tipo de cirurgia realizada por grupo de estudo \nPacientes do Grupo Controle \n \nIniciais Cirurgia  \nEA Miomectomia laparoscópica \nMES Endometrioma de parede \nJSF Miomectomia laparoscópica \nMCMR Videolaparoscopia diagnóstica + Miomectomia \nSCQ Histerectomia Videoloparoscópica  \nSOS Histerectomia Videoloparoscópica \nGBS Laqueadura Tubária \nFGSG Histerectomia total + Salpingectomia bilateral \nAGHG Miomectomia laparoscópica \nLCT Histerectomia total + Salpingectomia bilateral \nJABS Low-pressure solvent extraction (LPSE) \nSB Laqueadura Tubária \nCCFO LPSE parcial + Histerectomia total + Salpingectomia bilateral \nAFOD Laparoscopia para lise de aderências + Miomectomia anterior \nASRC Videolaparoscopia diagnóstica \nMC Histerectomia Videolaparoscópica +Salpingectomia bilateral \nAMR Videolaparoscopia diagnóstica \nEBL Videolaparoscopia diagnóstica \nGCC Laqueadura Tubária \nMODC Videolaparoscopia diagnóstica + Histeroscopia \nDCS Videolaparoscopia diagnóstica \nJPMP Histerectomia diagnóstica + Salpingectomia direita \nICFFP Videolaparoscopia para Histerectomia +Salpingectomia bilateral \nSRA Videolaparoscopia diagnóstica \nAEMB Videolaparoscopia Histerectomia total + Salpingectomia bilateral \nLNS Laqueadura Tubária videolaparoscópica \nJMA Laqueadura Tubária bilateral videolaparoscópica \nMA Laqueadura Tubária videolaparoscópica \nRAL Laqueadura Tubária videolaparoscópica \nMFC Videolaparoscopia diagnóstica \nRGS Laqueadura Tubária videolaparoscópica \n \n  \n\n142 \n \nAPÊNDICE A – Tipo de cirurgia realizada por grupo de estudo \nPacientes do Grupo Caso \n \nIniciais Cirurgia  \nMRRS Exérese (Ex.) de Lesão de Ovário \nPRMB Ex. de nódulo retrocervical e ligamentos útero-sacros \nFMM Ex. lesões de Reto + Bexiga + Vagina \nIFBC Ex. de provável lesão de endometriose (Confirmada) \nRSL Ex. de lesão de cólon direito + apêndice \nRASC Histerectomia total + Ex. de lesão retrocervical \nCRK Ooforoplastia + Salpingectomia + Ex. lesão retrocervical \nLLC Drenagem de endometriomas bilaterais \nFCF Ooforoplastia esquerda + Ex. lesão retrocervical \nRMSS Ressecção de nódulo retrocervical + Ooforoplastia \nTMA Ressecção de foco de endometriose retrocervical \nMDMV LPSE focos de Endometriose retrocervical \nSNS Ressecção de foco de endometriose \nWD Salpingectomia bilat. + Ex. endometriose retrocervical \nVAFI Ex. de retrocervical e aderências em fundo de saco \nLMB LPSE de Endometriose retrocervical + EDT peritoneal \nCLSR Ex. de lesões retrocervical + Ooforoplastia bilateral \nARA Ex. de Lesão parauretral \nDSS Ex. de lesões retrocervicais  \nMCS Ex. lesão de fossa ovárica direita + aderências \nLHTS Histeroscopia + Ex. lesão retrocervical \nCMFB Laparoscopia para EX. de lesão superficial peritoneal \nSTCV Laparoscopia para EX. de lesão retrocervical \nSFD Videolaparoscopia para histerectomia total \nTMF Ex. de lesão de vagina + Ex. de endometrioma \nRNOS Laparoscopia diagnóstica com Ex. de lesões de EDT \nGKS Videolaparoscopia para Ex. EDT \nLSN Ex. de lesão de endometriose \nDNA Ex, de endometriose retrocervical + Salpingectomia \nPSO Ex. focos de endometriose \nKBCB Videolaparoscopia para Ex. de EDT \nSMRJ Ex. de lesão retrocervical + histerectomia \nRSO Ressecção de focos peritoneais + Miomectomia VLP  \nAEN Ex. lesão EDT superficial e retrocervical \nEM Ressecção de lesão de endometriose \nAP Videolaparoscopia para Ex. de lesões de Endometriose  \nRCMG Histerectomia total + Ex. EDT retrocervical \nJCS Histerectomia total + Salpingectomia bilateral \nAV Ex. de endometriose de peritônio \nCRN Ex. de focos de EDT \nCT Histerectomia videolaparoscópica + apendicectomia \nNGO Ex. lesão endometriose útero-sacra \nLPFB Ex. Endometriose retrocervical e vagina \nSKIM Ex. lesão útero-sacra \n\n143 \n \nAPÊNDICE A – Tipo de cirurgia realizada por grupo de estudo \nPacientes do Grupo Caso \n \nIniciais Cirurgia  \nSRC Salpingectomia + Ooforoplastia + Miomectomia \nEMNV Videolaparoscopia diagnóstica + Salpingectomia bilat. \nDRM Histerectomia total \nCPS Ex. de lesões de endometriose \nCFS Ex. lesão de vagina e útero-sacra direita \nGARH Ex. lesões de endometriose \nTVA Ex. lesão de EDT parauretral esquerda + cistectomia \nLGP Ex. de lesões de endometriose \nMCCC Ex. de lesão retrocervical e de fossa ovárica esquerda \nJMO Lise de aderências e ressecção de EDT retrocervical \nBMAB Ex. de lesões de endometriose \nESF Ex. de lesões de endometriose \nCSA Ex. de lesão perivesical + Ureterólise bilateral \nAFA Ressecção de lesão retrocervical + lise de aderências \nATTT Ex. de lesão de vagina, retrocervical e paravesical \nCBA Lise de aderências + Ex. de lesão retrocervical \nMMMPM Histerectomia total + Salpingectomia bilateral \nVSL Ex. lesões de EDT em fossa ovárica  \nCCLS Laparoscopia histerectomia total \nBBAVO Ex. lesão de EDT + miomectomia \nZBR Ex. de lesões de endometriose \nALMM Ooferectomia esq. + Ex. de EDT paravesical esquerda  \nJNF Ex. lesões de vagina e fossa ovárica esquerda \nTCN Ex. de lesões de endometriose \nMFC Miomectomia + Ex. lesão retrocervical \nDPR Histerectomia total + Salpingectonia \nGTBV Histerectomia total + Salpingectomia \nECGE Ex. lesão de EDT \nLFT Laqueadura tubárea + Ex. lesão superficial de EDT \n \n \n  \n\n144 \n \nAPÊNDICE B – Ficha de atendimento ginecológico ambulatorial \n \n \nUNIVERSIDADE DE SÃO PAULO \nINSTITUTO DE CIÊNCIAS BIOMÉDICAS \nMESTRADO EM MICROBIOLOGIA \nFICHA DE ATENDIMENTO GINECOLÓGICO  \nNÚMERO: DATA: \nUNIDADE DE SAÚDE: \nNOME (Apenas Iniciais): IDADE (Anos):                                                                                                                           ESCOLARIDADE \nREGIÃO:   1.             RURAL      2.             URBANA                     ANO DO ÚLTIMO EXAME \nRAÇA/COR: 1.             BRANCA   2.             PRETA   3.            AMARELA   4.            PARDA   5.            INDÍGENA  \nMOTIVO DA CONSULTA: \nHISTÓRIA MENSTRUAL \nMENARCA                                                                               ANOS DATA DA ÚLTIMA MENSTRUÇÃO \nHISTÓRIA SEXUAL \nIDADE DO 1 ⁰ INTERCURSO \nSEXUAL              \n \n      \nVIDA SEXUAL ATUAL \n1.           ATIVA         2.           \nINATIVA \nRELAÇÃO ESTÁVEL  \n1.           SIM                 2.            NÃO   \nLIBIDO \n1.           MANTIDA    2.           PRESENTE      3.          DIMINUÍDA   4.          \nAUMENTADA \nORGASMO \n1.            FREQUENTE        2.            RARO     3.           NUNCA   \n NÚMERO DE PARCEIROS NA VIDA \n1.            UM       2.            2 A 5          3.            6 A 9           4.           10 OU \nMAIS \nNÚMERO DE PARCEIROS (ÚLT. 3 MESES) \n1.            UM       2.           DOIS            3.            TRÊS           4.           QUATRO  \nOU MAIS \nDISPAREUNIA \n1.            SIM       2.            NÃO \nSINUSIORRAGIA \n1.            SIM           2.            NÃO \nPRESERVATIVO \n1.           SIM SEMPRE   2.           AS VEZES   3.          RARAMENTE   4.           \nNÃO NUNCA \nCOMO USA? (SOLICITAR DESCRIÇÃO DO USO)  \n1.           CORRETAMENTE   2.            INCORRETAMENTE \nMÉTODO \nANTICONCEPCIONAL \nTEMPO DE USO DE \nANTICONCEPCIONAL \nHISTÓRICO OBSTÉTRICO \nNÚMERO DE \nGESTAÇÕES \nABORTAMENTOS \nESPONTÂNEOS PROVOCADOS \nPARTOS \nPREMATUROS A TERMO NATURAIS A TERMO ARTIFICIAIS \nANTECEDENTES PATOLÓGICOS \nDST  \n1.            PRÉVIA E TRATADA       2.            DESCONHECE OU NEGA       \n3.            PRÉVIA E NÃO TRATADA       \nHIV \n1.            SIM       2.            NÃO        3.            NÃO SABE \nSINTOMATOLOGIA \n1. CORRIMENTO  \n1.            SIM       2.            NÃO \n2. DISÚRIA  \n1.           SIM         2.           NÃO     \n3. ODOR \n1.            FÉTIDO  2.           CARACTERÍSTICO \n4. DOR PÉLVICA \n1.            SIM       2.            NÃO \n5. PRURIDO \n1.            SIM       2.            NÃO \n6. HIPEREMIA  \n1.            SIM       2.            NÃO \n 7. VERRUGA  8. BOLHA/VESÍCULA 9. FERIDA/ÚLCERA \n\n145 \n \n1.            SIM       2.            NÃO    1.            SIM       2.            NÃO    3.             NÃO \nSABE \n1.            SIM       2.            NÃO    3.            NÃO \nSABE   \n 10. PETÉQUIAS \n1.            SIM        2.           NÃO        \n OUTRO \n  \n1. PARCEIRO/SINTOMATOLOGIA 1.1QUEIXA                     1.            SIM       2.            NÃO \n1.2 HIPEREMIA \n1.            SIM       2.            NÃO    3.             NÃO \nSABE   \n1.3 CORRIMENTO ANORMAL \n1.            SIM       2.            NÃO     3.           NÃO \nSABE \n1.4 VERRUGA \n1.            SIM           2.            NÃO     3.           NÃO \nSABE \n1.5 BOLHA \n1.            SIM       2.            NÃO    3.             NÃO \nSABE \n1.6 DISÚRIA \n1.            SIM       2.            NÃO     3.           NÃO \nSABE \n1.7 PRURIDO \n1.            SIM       2.            NÃO     3.           NÃO \nSABE \n1.8 DISPAREUNIA \n1.            SIM       2.            NÃO   3.            NÃO \nSABE   \nOUTRO  \n \nTRATAMENTO  \nPARA MENOPAUSA \n1.           SIM     2.           NÃO \nESTROGENIZADA PARA PAPANICOLAU \n1.           SIM     2.           NÃO \n  \n\n146 \n \nHISTÓRIA DE TRATAMENTO ANTERIOR \nCOMPRIMIDO \n1.            SIM       2.            NÃO \nCREME VAGINAL \n1.            SIM       2.            NÃO \nTEMPO \n1.            1 SEMANA         2.            2 SEMANAS        3.            MAIS DE \n2 SEMANAS \nINJEÇÃO \n1.            SIM       2.            NÃO \nPARCEIRO TRATADO \n1.            SIM       2.            NÃO \nRELAÇÃO SEXUAL NO TRATAMENTO  \n1.            SIM COM CONDON       2.            SIM SEM CONDON     3.           \nNÃO \n2. PARCEIRO/TRATAMENTO 2.1 SABE INFORMAR       1.            SIM       2.            NÃO \n2.2 PARCEIRO TRATADO  \n1.            SIM       2.            NÃO \n2.3 TIPO DO TRATAMENTO \n1.            COMP.    2.            POMADA   3.            \nINJEÇÃO  \n2.4 TRATAMENTO CONCOMITANTE C/ \nPARCERIA \n1.            SIM       2.            NÃO \nEXAME GINECOLÓGICO \nACHADOS EM GENITÁLIA EXTERNA \n1.              VESÍCULA \n2.              VERRUGA \n3.              ÚLCERA \n4.              BOLHA \n5.              PETÉQUIAS \n6.              ODOR \n7. OUTRO (Descrever) \n \n \n \n \n \n \nACHADOS EM GENITÁLIA INTERNA \n1.             MUCOPUS ENDOCERVICAL \n2.             CORRIMENTO VAGINAL \n3.             COLO FRIÁVEL  \n4.             MASSA ANORMAL DE TECIDO NO COLO \n5. OUTROS (Descrever): \n \n \n \n \n \nCONDUTA \n___/___/___                                                                                                                                                                                 ______________________________________________ \n       DATA                                                                                                                                                                                                                         ASSINATURA \nE CARIMBO                     \n \n \n \n \n\n147 \n \nAPÊNDICE C – Perfil de prevalência dos Mollicutes nas amostras swab endocervical de acordo com o uso de hormônio \nNota: Perda de observação: 13; n= 91. *Teste de verossimilhança.  \nLegenda: SIU-LNG: Sistema Intrauterino Liberador de Levonorgestrel; ND: Não definida \n \n  \nMétodo Contraceptivo \n \nDistribuição (%) entre casos e controles para amostras de swab endocervical \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nNenhum \nACO/Injetável \nSIU-LNG  \n7 (58,3) 47 (59,5) 1,00  0,605 22 (57,9) 32 (60,4) 1,00  0,911 6 (85,7) 48 (57,1) 1,00  0,438 8 (53,3) 46 (60,5) 1,00  0,783 \n4 (33,3) 30 (38,0) 3,35 [0,26; 42,07]  15 (39,5) 19 (35,8) 0,87 [0,36; 2,07]  1 (14,3) 33 (39,3) 4,12 [0,47; 35,87]  7 (46,7) 27 (35,5) 0,67 [0,21; 2,05]  \n1 (8,3) 2 (2,5) 3,75 [0,27; 51,37]  1 (2,6) 2 (3,8) 1,37 [0,11;16,11]  0 (0) 3 (3,6) ND -  0 (0) 3 (3,9) ND -  \n147 \n  \n\n148 \n \nAPÊNDICE D – Perfil de prevalência dos Mollicutes nas amostras de fluido peritoneal de acordo com o uso de hormônio \nNota: Perda de observação: 32; n = 72.  *Teste de verossimilhança.  \nLegenda: SIU-LNG: Sistema Intrauterino Liberador de Levonorgestrel; ND: Não definida \n  \nMétodo Contraceptivo \n \nDistribuição (%) entre casos e controles para amostras de fluido peritoneal  \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nNenhum \nACO/Injetável \nSIU-LNG  \n17 (70,8) 28 (58,3) 1,00  0,775 12 (75,0) 33 (58,9) 1,00  0,649 1 (50,0) 44 (62,9) 1,00  0,903 0 (0) 45 (62,5) ND  - \n7 (29,2) 17 (35,4) 1,47 [0,50; 4,28]  4 (25,0) 20 (35,7) 1,81 [0,51; 6,41]  1 (50,0) 23 (32,9) 0,52 [0,03; 8,74]  0 (0) 24 (33,3) ND -  \n0 (0) 3 (6,2) ND -  0 (0) 3 (5,4) ND -  0 (0) 3 (4,3) ND -  0 (0) 3 (4,2) ND -  \n148 \n \n\n149 \n \nAPÊNDICE E – Perfil de prevalência dos Mollicutes nas amostras de tecido de biópsia de acordo com o uso de hormônio \nNota: Perda de observação: 13; n = 91. *Teste de verossimilhança.  \nLegenda: SIU-LNG: Sistema Intrauterino Liberador de Levonorgestrel; ND: Não definida \n  \nMétodo Contraceptivo \n \nDistribuição (%) entre casos e controles para amostras de tecido de biópsia \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nNenhum \nACO/Injetável \nSIU-LNG  \n5 (50,0) 50 (61,7) 1,00  0,692 2 (50,0) 53 (60,9) 1,00  0,872 0 (0) 55 (60,4) ND  - 0 (0) 55 (60,4) ND  - \n5 (50,0) 28 (34,6) 0,56 [0,14; 2,10]  2 (50,0) 31 (35,6) 0,58 [0,78; 4,36]  0 (0) 33 (36,3) ND -  0 (0) 33 (36,3) ND -  \n0 (0) 3  (3,7) ND -  0 (0) 3 (3,4) ND   0 (0) 3 (3,3) ND -  0 (0) 3 (3,3) ND -  \n149 \n \n\n150 \n \nAPÊNDICE F – Perfil de prevalência de HPV por amostra clínica e N. gonorrhoeae nas amostras de swab de acordo com o uso de \nhormônio. \nNota: Perda de observação (HPV - Swab): 16; n = 88; Perda de observação (HPV – Fluido Peritoneal): 34; n = 70; Perda de observação (HPV – Tecido de Biópsia): 14; n = 90. \nNota: Perda de observação (N. gonorrhoeae): 10; n = 94. \n*Teste de verossimilhança \nLegenda: SIU-LNG: Sistema Intrauterino Liberador de Levonorgestrel; ND: Não definida\nMétodo \nContraceptivo \nn (%) \nDistribuição (%) entre casos e controles - Amostra por Microrganismo \nHPV  N. gonorrhoeae \nSwab endocervical Fluido peritoneal Biópsia de tecido    Swab endocervical  \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \nn (%) \nqPCR \nNegativo \nn (%) \nOR IC 95% p* \nNenhum \nACO/Injetável \nSIU-LNG \n1 (20,0) 51 (61,4) 1,00  0,232 3 (60,0) 40 (61,5) 1,00  0,980 3 (100) 52 (59,8) 1,00  - 2 (100) 55 (59,8) 1,00  - \n4 (80,0) 29 (34,9) 0,14 [0,01; 1,33]  2 (40,0) 22 (33,8) 0,82 [0,12; 5,31]  0 (0) 32 (36,8) ND -  0 (0) 34 (37,0) ND -  \n0 (0) 3 (3,6) ND -  0 (0) 3 (4,6) ND -  0 (0) 3 (3,4) ND -  0 (0) 3 (3,3) ND -  \n150 \n \n\n151 \n \nAPÊNDICE G – Prevalência de  coinfecção de Mollicutes (M. hominis , M. \ngenitalium, U. urealyticum  e U. parvum ), HPV e N. \ngonorrhoeae em amostras de swab endocervical de mulheres \ncom e sem endometriose, São Paulo - SP, 2014.2 – 2015.1.                          \n \nMicrorganismos \nCaso (EDT) \n(n = 73) \nn (%) \nControle \n(n = 31) \nn (%) \nTotal \n(n = 104) \nn (%) \nMG +MH 6 (8,2) 2 (6,4) 8 (7,7) \nMG + UU 1 (1,4) 0 (0) 1 (1,0) \nMH + UU 1 (1,4) 0 (0) 1 (1,0) \nMH + UP 4 (5,5) 1 (3,2) 5 (4,8) \nUU + UP 1 (1,4) 0 (0) 1 (1,0) \nMG + MH + UP 1 (1,4)  0 (0) 1 (1,0) \nMG + MH + UP + UU 1 (1,4) 0 (0) 1 (1,0) \nMG + MH + UU + HPV 1 (1,4)  0 (0) 1 (1,0)  \nTotal de mulheres com coinfecção 16 (21,9) 3 (9,7) 19 (18,3) \nLegenda: MG = Mycoplasma genitalium , MH = Mycoplasma hominis , UU = Ureaplasma \nurealyticum, UP = Ureaplasma parvum , HPV = Papilomavírus humano. n = 104  (número \nabsoluto de amostras testadas).  \nNota: em negrito, estão em destaque as coinfecções mais frequentes \n  \n\n152 \n \nAPÊNDICE H – Prevalência de coinfecção de micoplasmas genitais (M. hominis, \nM. genitalium , U. urealyticum  e U. parvum ) em amostras de \nfluido peritoneal de mulheres com e sem endometriose , São \nPaulo - SP, 2014.2 – 2015.1.      \n                     \nMicrorganismos \nCaso (EDT) \n(n = 54) \nn (%) \nControle \n(n = 24) \nn (%) \nTotal \n(n = 78) \nn (%) \nMG +MH 6 (11,1) 1 (4,2) 7 (9,0) \nMG + HPV 3 (5,6) 0 (0) 3 (3,8) \nMH + HPV 1 (1,9) 0 (0) 1 (1,3) \nMG + MH + UU 1 (1,9) 0 (0) 1 (1,3) \nMG + MH + HPV 1 (1,9) 0 (0) 1 (1,3) \nTotal de mulheres com coinfecção 11 (20,4) 1 (4,2) 12 (15,4) \nLegenda: MG = Mycoplasma genitalium , MH = Mycoplasma hominis , UU = Ureaplasma \nurealyticum, UP = Ureaplasma parvum , HPV = Papilomavírus humano. n = 78 (número \nabsoluto de amostras testadas).  \nNota: em negrito, estão em destaque as coinfecções mais frequentes. \n  \n\n153 \n \nAPÊNDICE I – Prevalência de coinfecção de micoplasmas genitais ( M. hominis, \nM. genitalium, U. urealyticum e U. parvum) em amostras de tecido \nde biópsia de mulheres com e sem endometriose, São Paulo - SP, \n2014.2 – 2015.1.                          \nMicrorganismos \nCaso (EDT) \n(n = 68) \nn (%) \nControle \n(n = 30) \nn (%) \nTotal \n(n = 98) \nn (%) \nMG + MH 0 1 (3,3) 1 (1,0) \nMG + HPV 1 (1,5) 0 1 (1,0) \nTotal de mulheres com coinfecção 1 1 2 (2,0) \nLegenda: MG = Mycoplasma genitalium , MH = Mycoplasma hominis , UU = Ureaplasma \nurealyticum, UP = Ureaplasma parvum , HPV = Papilomavírus humano. n = 98 (número \nabsoluto de amostras testadas).  \n  \n\n154 \n \nAPÊNDICE J – Detecção de Mollicutes em amostras de fluido peritoneal por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com \no perfil clínico de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – SP, 2014.2 – \n2015.1. \nNota: Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 32 (n = 72); 2Dos pélvica cíclica: perda de 32  (n = 72); 3Dispareunia: perda de 33 (n = 71); 4Alterações \nintestinais cíclicas: perda de 32 (n = 72); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 32 (n = 72); 6Infertilidade: perda de 33 (n = 71) \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n*Teste de Qui-quadrado \nɸ Teste de Fisher \nND: Não definida \nSintomas \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo para amostras de Fluido Peritoneal  \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nDismenorreia (EAD), n (%)1 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n17 (70,8) 31 (64,6) 1,33 [0,46, 3,84] 0,596 10 (62,5) 38 (67,9) 0,78 [0,24; 2,51] 0,688 1 (50,0) 47 (67,1) 0,48 [0,02; 8,18] 1,000 0 (0) 48 (66,7) ND - - \n7 (29,2) 17 (35,4)    6 (37,5) 18 (32,1)    1 (50,0) 23 (32,9)    0 (0) 24 (33,3)    \nDor pélvica cíclica (EAD), n (%)2 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n9 (37,5) 18 (37,5) 1,00 [0,36; 2,75] 1,000 7 (43,8) 20 (35,7) 1,40 [0,45; 4,32] 0,558 0 (0) 27 (38,6) 1,04 [0,98; 1,11] 0,525ɸ 0 (0) 27 (37,5) ND - - \n15 (62,5) 30, 62,5)    9 (56,2) 36 (64,3)    2 (100) 43 (61,4)    0 (0) 45 (62,5)    \nDispareunia (EAD), n (%)3 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n9 (39,1) 23 (47,9) 0,69 [0,25; 1,92] 0,486 5 (31,2) 27 (49,1) 0,47 [0,14; 1,53] 0,207 1 (50,0) 31 (44,9) 1,22 [0,07; 20,40] 1,000 0 (0) 32 (45,1) ND - - \n14 (60,9) 25 (52,1)    11 (68,8) 28 (50,9)    1 (50,0) 38 (55,1)    0 (0) 39 (54,9)    \nAlt. intest. cíclicas (EAD), n (%)4 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n5 (20,8) 12 (25,0) 0,78 [0,24; 2,57] 0,695 3 (18,8) 14 (25,0) 0,69 [0,17; 2,78] 0,604 0 (0) 17 (24,3) 1,03 [0,98; 1,09] 1,000ɸ 0 (0) 17 (23,6) ND - - \n19 (79,2) 36 (75,0)    13 (81,2) 42 (75,0)    2 (100) 53 (75,7)    0 (0) 55 (76,4)    \nAlt. urin. cíclicas (EAD), n (%)5 \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n6 (25,0)  5 (10,4) 2,86 [0,77; 10,60] 0,203 0 (0) 11 (19,6) 1,35 [1,26; 1,57] 0,108ɸ 0 (0) 11 (15,7) 1,03 [0,98; 1,08] 1,000 0 (0) 11 (15,3) ND - - \n18 (75,0) 4 (89,6)    16 (100) 45 (80,4)    2 (100) 59 (84,3)    0 (0) 61 (84,7)    \nInfertilidade, n (%)6 \n   Sim \n   Não \n                    \n8 (34,8) 19 (39,6) 0,81 [0,28; 2,29] 0,697 6 (37,5) 21 (38,2) 0,97 [0,30; 3,06] 0,961 0 (0) 27 (39,1) 1,04 [0,98; 1,11] 0,522ɸ 0 (0) 27 (38,0) ND - - \n15 (65,2) 29 (60,4)    10 (62,5) 34 (61,8)    2 (100) 42 (60,9)    0 (0) 44 (62,0)    \n154 \n  \n\n155 \n \nAPÊNDICE K – Detecção de Mollicutes em amostras de tecido de biópsia por PCR em tempo real (qPCR) e sua relação com o perfil \nclínico de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – SP, 2014.2 – 2015.1. \nNota: Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 15 (n = 89); 2Dos pélvica cíclica: perda de 15 (n = 89); 3Dispareunia: perda de 16 (n = 88); 4Alterações \nintestinais cíclicas: perda de 14 (n = 90); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 14 (n = 90); 6Infertilidade: perda de 16 (n = 88) \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n*Teste de Qui-quadrado \nɸ Teste de Fisher \nND: Não definida \nSintomas \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo para amostras de Tecido de Biópsia \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nDismenorreia (EAD), n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n9 (90,0) 52 (65,8) 4,67 [0,56; 38,84] 0,234 2 (66,7) 59 (68,6) 0,91 [0,08; 10,53] 1,000ɸ 0 (0) 61 (68,5) ND - - 0 (0) 61 (68,5) ND - - \n1 (10,0) 27 (34,2)    1 (33,3) 27 (31,4)    0 (0) 28 (31,5)    0 (0) 28 (31,5)    \nDor pélvica cíclica (EAD), n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n5 (50,0) 29 (36,7) 1,72 [0,46; 6,46] 0,415 0 (0) 34 (39,5) 1.05 [0,99; 1,12] 0,284ɸ 0 (0) 34 (38,2) ND - - 0 (0) 34 (38,2) ND - - \n5 (50,0) 50 (63,3)    3 (100) 52 (60,5)    0 (0) 55 (61,8)    0 (0) 55 (61,8)    \nDispareunia (EAD), n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n3 (30,0) 33 (42,3) 0,58 [0,14; 2,43] 0,686 1 (33,3) 35 (41,2) 0,71 [0,06; 8,18] 1,000ɸ 0 (0) 36 (40,9) ND - - 0 (0) 36 (40,9) ND - - \n7 (70,0) 45 (57,7)    2 (66,7) 50 (58,8)    0 (0) 52 (59,1)    0 (0) 52 (59,1)    \nAlt. intest. cíclicas (EAD), n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n2 (18,2) 18 (22,8) 0,75 [0,14; 3,80] 1,000 2 (50) 18 (20,9) 3,77 [0,49; 28,69] 0,213ɸ 0 (0) 20 (22,2) ND - - 0 (0) 20 (22,2) ND - - \n9 (81,8) 61 (77,2)    2 (50) 68 (79,1)    0 (0) 70 (77,8)    0 (0) 70 (77,8)    \nAlt. urin. Cíclicas (EAD), n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n1 (9,1) 11 (13,9) 0,61 [0,07; 5,31] 1,000 0 (0) 12 (14,0) 1,05 [1,00; 1,11] 1,000ɸ 0 (0) 12 (13,3) ND - - 0 (0) 12 (13,3) ND - - \n10 (90,9) 68 (86,1)    4 (100) 74 (86,0)    0 (0) 78 (86,7)    0 (0) 78 (86,7)    \nInfertilidade, n (%) \n   Sim \n   Não \n                    \n6 (60,0) 29 (37,2) 2,53 [0,66; 9,73] 0,165 3 (75,0) 32 (38,1) 4,87 [0,48; 48,89] 0,297ɸ 0 (0) 35 (39,8) ND - - 0 (0) 35 (39,8) ND - - \n4 (40,0) 49 (62,8)    1 (25,0) 52 (61,9)    0 (0) 53 (60,2)    0 (0) 53 (60,2)    \n155 \n  \n\n156 \n \nAPÊNDICE L – Detecção de HPV e N. gonorrhoeae em amostras clínicas por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação \ncom o perfil clínico de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – SP, 2014.2 \n– 2015.1. \n \n \n  \nVariáveis \nDistribuição (%) entre casos e controles - Amostra por Microrganismo \nHPV  N. gonorrhoeae \nSwab endocervical Fluido peritoneal Biópsia de tecido    Swab endocervical  \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nDismenorreia, n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n5 (100) 55 (67,9) 0,98 [0,84; 0,98] 0,317ɸ 4 (100) 43 (66,2) 0,91 [0,83; 0,99] 0,299ɸ  1 (50,0) 59 (68,6) 0,45 [0,02; 7,59] 0,538ɸ 1 (50,0) 62 (68,9) 0,45 [0,02; 7,48] 0,533ɸ \n0 (0) 26 (32,1)    0 (0) 22 (33,8)    1 (50,0) 27 (31,4)    1 (50,0) 28 (31,1)    \nDor pélvica cíclica, n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n4 (80,0) 31 (38,3) 6,45 [0,68; 60,39] 0,153ɸ 3 (75,0) 23 (35,4) 5,47 [0,53; 55,72] 0,147ɸ 0 (0) 33 (38,4) 1,03 [0,98; 1,09] 0,526ɸ 1 (50,0) 35 (38,9) 1,57 [0,09; 25,94] 1,000ɸ \n1 (20,0) 50 (61,7)    1 (25,0) 42 (64,6)    2 (100) 53 (61,6)    1 (50,0) 55 (61,1)    \nDispareunia, n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n3 (75,0) 29 (35,8) 5,37 [0,53; 54,10] 0,148ɸ 2 (66,7) 29 (44,6) 2,48 [0,21; 28,76] 0,588ɸ 0 (0) 35 (41,2) 1,04 [0,98; 1,09] 0,513ɸ 1 (50,0) 36 (40,4) 1,47 [0,08; 24,30] 1,000ɸ \n1 (25,0) 52 (64,2)    1 (33,3) 36 (55,4)    2 (100) 50 (58,8)    1 (50,0) 52 (59,6)    \nAlt. Intest. cíclicas, n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n2 (40,0) 17 (20,7) 2,54 [0,39; 16,49] 0,299ɸ 2 (50,0) 15 (23,1) 3,33 [0,43; 25,71] 0,252ɸ 0 (0) 20 (23,0) 1,03 [0,98; 1,07] 1,000ɸ 1 (50,0) 19 (20,9) 3,78 [0,22; 63,41] 0,386ɸ \n3 (60,0) 65 (79,3)    2 (50,0) 50 (76,9)    2 (100) 67 (77,0)    1 (50,0) 72 (79,1)    \nAlt. Urin. cíclicas, n (%) \n   ≥ 7 \n   < 7 \n                    \n2 (40,0) 9 (11,0) 5,40 [0,79; 36,82] 0,118ɸ 1 (25,0) 10 (15,4) 1,83 [0,17; 19,44] 0,509ɸ 0 (0) 12 (13,8) 1,02 [0,99; 1,06] 1,000ɸ 0 (0) 12 (13,2) 1,02 [0,99; 1,06] 1,000ɸ \n3 (60,0) 73 (89,0)    3 (75,0) 55 (84,6)    2 (100) 75 (86,2)    2 (100) 79 (86,8)    \nInfertilidade, n (%) \n   Sim \n   Não \n                    \n1 (20,0) 34 (43,0) 0,33 [0,03; 3,09] 0,396ɸ 1 (25,0) 25 (39,1) 0,52 [0,05; 5,28] 1,000ɸ 0 (0) 34 (40,0) 1,03 [0,98; 1,09] 0,518ɸ 0 (0) 36 (40,4) 1,03 [0,98; 1,09] 0,515ɸ \n4 (80,0) 45 (57,0)    3 (75,0) 39 (60,9)    2 (100) 51 (60,0)    2 (100) 52 (59,6)    \n156 \n  \n\n157 \n \nAPÊNDICE L – Detecção de HPV e N. gonorrhoeae em amostras clínicas por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação \ncom o perfil clínico de mulheres com endometriose (caso) e sem endometriose (controle), São Paulo – SP, 2014.2 – \n2015.1. \n \nNota 1: Amostras de Swab HPV – Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 18 (n = 86); 2Dos pélvica cíclica: perda de 18 (n = 86); 3Dispareunia: perda \nde 19 (n = 85); 4Alterações intestinais cíclicas: perda de 17 (n = 87); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 17 (n = 87); 6Infertilidade: perda de 20 (n = 84). \nNota 2: Amostras de Swab N. gonorrhoeae – Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 12 (n = 92); 2Dos pélvica cíclica: perda de 12 (n = 92); 3Dispareunia: \nperda de 13 (n = 91); 4Alterações intestinais cíclicas: perda de 11 (n = 93); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 11 (n = 93); 6Infertilidade: perda de 14 (n = \n90). \nNota 3: Amostras de Fluido Peritoneal – Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 35 (n = 69); 2Dos pélvica cíclica: perda de 35  (n = 69); 3Dispareunia: \nperda de 36 (n = 68); 4Alterações intestinais cíclicas: perda de 35 (n = 69); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 35 (n = 69); 6Infertilidade: perda de 36 (n = \n68). \nNota 4: Amostras de Tecido de Biópsia – Perda de observação: 1Dismenorreia: perda de 16 (n = 88); 2Dos pélvica cíclica: perda de 16 (n = 88); 3Dispareunia: \nperda de 17 (n = 87); 4Alterações intestinais cíclicas: perda de 15 (n = 89); 5Alterações urinárias cíclicas: perda de 15 (n = 89 ); 6Infertilidade: perda de 17 (n = \n87); \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n*Teste de Chi-quadrado  \nɸ Teste de Fisher \n  \n \n157 \n\n158 \n \n \nAPÊNDICE M – Detecção de Mollicutes em amostras de swab endocervical por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação     \ncom o estadiamento e tipo de endometriose. \nNota: Perda de observação: 1ASRM estágio: perda de 27 (n = 71); 2Tipo de EDT: perda de 3 (n = 97) \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n† Teste de Qui-quadrado \n¥ Razão de Verossimilhança \nND: Não definida \n  \nVariáveis \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo para amostras de swab endocervical \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nASRM estádio, n (%)1 \n     I e II \n   III e IV \n                    \n7 (70,0) 30 (49,2) 2,41 [0,57; 10,20] 0,222† 17 (54,8) 20 (50,0) 1,21 [0,474; 3,11] 0,686 4 (66,7) 33 (50,8) 1,93 [0,33; 11,33] 0,456† 6 (60,0) 31 (50,8) 1,45 [0,37; 5,66] 0,590† \n3 (30) 31 (50,8)    14 (45,2) 20 (50,0)    2 (33,3) 32 (49,2)    4 (40,0) 30 (49,2)    \nTipo de Endom, n (%)2 \n   Sem Endometriose \n   Peritoneal \n   Ovariana \n   Profunda \n                    \n3 (23,1) 24 (28,6) 1,00  0,884¥ 11 (26,8) 16 (28,6) 1,00  0,977¥ 1 (14,3) 26 (28,9) 1,00  0,305¥ 6 (37,5) 21 (25,9) 1,00  0,851¥ \n3 (23,1) 12 (14,3) ND --  7 (17,1) 8 (14,3) 0,78 [0,22; 2,80]  3 (42,9) 12 (13,3) 0,15 [0,01; 1,63]  2 (12,5) 13 (16,0) 1,86 [0,33; 10,61]  \n0 (0) 2 (2,4) 1,64 [0,36; 7,32]  1 (2,4) 1 (1,8) 0,68 [0,03; 12,20]  0 (0) 2 (2,2) ND --  0 (0) 2 (2,5) ND --  \n7 (53,8) 46 (54,8) 2,00 [0,35; 11,43]  22 (53,7) 31 (55,4) 0,96 [0,37; 2,48]  3 (42,9) 50 (55,6) 0,64 [0,06; 6,47]  8 (50,0) 45 (55,6) 1,60 [0,49; 5,22]  \n158 \n  \n\n159 \n \nAPÊNDICE N –  Detecção de Mollicutes em amostras de fluido peritoneal por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação \ncom o estadiamento e tipo de endometriose. \nNota: Perda de observação: 1ASRM estágio: perda de 24 (n = 54) \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n† Teste de Qui-quadrado \n¥ Razão de Verossimilhança \nND: Não definida \n  \nVariáveis \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo para amostras de Fluido Peritoneal  \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nASRM estádio, n (%)1 \n     I e II \n   III e IV \n                    \n13 (59,1) 15 (46,9) 1,63 [0,56; 4,90] 0,377† 11 (73,3) 17 (43,6) 3,55 [0,96; 13,16] 0,050 2 (100) 26 (50,0) ND - - 0 (0) 28 (51,9) ND - - \n9 (40,9) 17 (53,1)    4 (26,7) 22 (56,4)    0 (0) 26 (50,0)    0 (0) 26 (48,1)    \nTipo de Endom, n (%) \n   Sem Endometriose \n   Peritoneal \n   Ovariana \n   Profunda \n                    \n5 (18,5) 19 (37,3) 1,00  0,325¥ 4 (21,1) 20 (33,9) 1,00  0,189¥ 0 (0) 24 (31,6) ND - - 0 (0) 24 (30,8) ND - - \n5 (18,5) 5 (9,8) 0,26 [0,05; 1,28]  5 (26,3) 5 (8,5) 0,20 [0,03; 1,03]  1 (50,0) 9 (11,8)    0 (0) 10 (12,8)    \n0 (0) 2 (3,9) ND --  1 (5,3) 1 (1,7) 0,20 [0,01; 3,90]  0 (0) 2 (2,6)    0 (0) 2 (2,6)    \n17 (63,0) 25 (49,0) 0,38 [0,12; 1,23]  9 (47,4) 33 (55,9) 0,73 [1,99; 2,69]  1 (50,0) 41 (53,9)    0 (0) 42 (53,8)    \n159 \n \n\n160 \n \n \nAPÊNDICE O –  Detecção de Mollicutes em amostras de tecido de biópsia por meio da PCR em tempo real (qPCR) e sua relação \ncom o estadiamento e tipo de endometriose. \nNota: Perda de observação: 1ASRM estágio: perda de 06 (n = 98) \n*Significância estatística quando p < 0,05  \n† Teste de Qui-quadrado \n¥ Razão de Verossimilhança \nɸ Teste de Fisher \nND: Não definida \n \n \nVariáveis \nDistribuição (%) entre qPCR-positivo e negativo por microrganismo para amostras de tecido de biópsia  \nM. genitalium M. hominis U. urealyticum U. parvum \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nqPCR \nPositivo \n \nqPCR \nNegativo \n \nOR IC 95% p* \nASRM estádio, n (%)1 \n     I e II \n   III e IV \n                    \n2 (18,2) 28 (32,2) 0,46 [0,09; 2,31] 0,342† 0 (0) 30 (31,9) 1,06 [1,00; 1,12] 0,309ɸ 0 (0) 30 (30,6) ND - - 0 (0) 30 (30,6) ND - - \n9 (81,8) 59 (67,8)    4 (100) 64 (68,1)    0 (0) 68 (69,4)    0 (0) 68 (69,4)    \nTipo de Endom, n (%)2 \n   Sem Endometriose \n   Peritoneal \n   Ovariana \n   Profunda \n                    \n2 (18,2) 28 (32,2) 1,00  0,244¥ 0 (0) 30 (31,9) 1,00 - - 0 (0) 30 (30,6) 1,00 - - 0 (0) 30 (30,6) 1,00 - - \n3 (27,3) 11 (12,6) 0,26 [0,03; 1,78]  1 (25,0) 13 (13,8) ND -  0 (0) 14 (14,3) ND -  0 (0) 14 (14,3) ND -  \n1 (9,1) 1 (1,1) 0,07 [0,003; 1,61]  0 (0) 2 (2,1) ND -  0 (0) 2 (2,0) ND -  0 (0) 2 (2,0) ND -  \n5 (45,5) 47 (54,0) 0,67 [0,12; 3,69]  3 (75,0) 49 (52,1) ND -  0 (0) 52 (53,1) ND -  0 (0) 52 (53,1) ND -  \n160 \n  \n\n161 \n \n \n \nANEXO A –  Parecer 1170/CEPSH \n \n\n162 \n \nANEXO B – Parecer AVAP GBC260 \n \n  \n\n\n163 \n \nANEXO C – Parecer nº 550.484  \n     \n  \n\n164 \n \n \n  \n\n165 \n \nANEXO D –  Termo de Consentimento Livre e Esclarecido \n \nUniversidade de São Paulo \nInstituto de Ciências Biomédicas \nTERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO \n \nESTUDO: Avaliação da participação dos Mollicutes e outros microrganismos de interesse genital \nna endometriose humana \nVocê está sendo convidado (a) a participar do projeto de pesquisa acima citado. O documento \nabaixo contém todas as informações necessárias sobre a pesquisa que estamos fazendo. Sua \ncolaboração neste estudo será de muita importância para nós, mas se desistir a qualquer \nmomento, isso não causará nenhum prejuízo a você.  \n \n \nEu, _________________________________________________________________, pr ofissão \n_____________________, residente e domiciliado na  \n___________________________________________________________, portador da Cédula \nde identidade, RG ___________________________, e inscrito no \nCPF/MF______________________________ nascido(a) em _____  / _____ /_______ , abaixo \nassinado(a), concordo de livre e espontânea vontade em participar como voluntário(a) do estudo \n“Avaliação da participação dos Mollicutes e outros microrganismos de interesse genital \nna endometriose humana ”. Declaro que obtive tod as as informações necessárias, bem como \ntodos os eventuais esclarecimentos quanto às dúvidas por mim apresentadas.  \nEstou ciente que: \nI) O estudo se faz necessário para que se possam descobrir as possíveis causas da \ndoença denominada endometriose a ser estuda da no projeto “Avaliação da \nparticipação dos Mollicutes e outros microrganismos de interesse genital na \nendometriose humana”; \nII) Serão coletadas amostras de líquido intraperitoneal (fluido na cavidade formada entre as \ncamadas de peritônio que revestem as alça s intestinais) biópsia de lesão do peritônio \npélvico (procedimento cirúrgico no qual se colhe uma amostra de tecidos ou células para \nposterior estudo em laboratório). \nIII) A participação neste projeto não tem objetivo de me submeter a um tratamento, bem \ncomo não me acarretará qualquer despesa financeira com relação aos procedimentos \nmédico-clínico-terapêuticos efetuados no estudo; \nIV) Tenho a liberdade de desistir ou de interromper a colaboração neste estudo no momento \nem que desejar, sem necessidade de qualquer explicação;  \nV) A desistência não causará nenhum prejuízo à minha saúde ou bem estar físico. Não virá \ninterferir no atendimento ou tratamento médico; \nVI) Os resultados obtidos durante este ensaio serão mantidos em sigilo, mas concordo que \nsejam divulgados em publicações científicas, desde que meus dados pessoais não \nsejam mencionados; \nVII) Caso eu desejar, poderei pessoalmente tomar conhecimento dos resultados, ao final \ndesta pesquisa. \n             (   )  Desejo conhecer os resultados desta pesquisa. \n             (   )  Não desejo conhecer os resultados desta pesquisa. \n\n166 \n \nVIII) Concordo que o material possa ser utilizado em outros projetos desde que autorizado \npela Comissão de Ética deste Instituto e pelo responsável por esta pesquisa. Caso minha \nmanifestação seja positiva, poderei retirar essa autorização a qualquer momento sem \nqualquer prejuízo para mim. \n                      (   ) Sim         ou       (    ) Não \nIX )      Poderei contatar a Secretaria da Comissão de Ética em Pesquisa com Seres Humanos – \nICB/USP -, no Fone 3091.7733 (e-mail: cep@icb.usp.br) ou (11 3091-7297 joti@usp.br) \npara recursos ou reclamações em relação ao presente estudo. \nX)    O sujeito de pesquisa ou seu representante, quando for o caso, deverá rubricar todas as   \nfolhas do Termo de Consentimento Livre e Esclarecido – TCLE - apondo sua assinatura na última \npágina do referido Termo. \nXI)     O pesquisador responsável deverá da mesma forma, rubricar todas as folhas do   Termo \nde   Consentimento Livre e Esclarecido – TCLE– apondo sua assinatura     na última página do \nreferido Termo. \nXII)   Resolução 196/96 - Estou recebendo uma cópia deste Termo de Consentimento Livre e \nEsclarecido. \n                                                São Paulo,              de                              de   20____ \n \n \n(  ) Paciente  /  (  ) Responsável   ........................................................................................... ........ \n \nTestemunha 1:   _______________________________________________ \n       Nome / RG / Telefone: \n \nTestemunha 2:     ___________________________________________________  \n         Nome / RG / Telefone:  \n \nResponsável pelo Projeto: _____________________________________________________  \n                             PROF. DR. JORGE TIMENETSKY \n \n \n  \n\n167 \n \nANEXO E – Escala Analógica de Dor (EAD) \n \n \n \nA Escala Visual Analógica da Dor – EAD consiste em auxiliar na aferição da intensidade da dor no \npaciente, é um instrumento importante para verificarmos a evolução do paciente durante o \ntratamento e mesmo a cada atendimento, de maneira ma is fidedigna. Também é útil para \npodermos analisar se o tratamento está sendo efetivo, quais procedimentos têm surtido melhores \nresultados, assim como se há alguma deficiência no tratamento, de acordo com o grau de melhora \nou piora da dor. \n \nA EAD pode ser utilizada no início e no final de cada atendimento, registrando o resultado sempre \nna evolução. Para utilizar a E AD o atendente deve questionar o paciente quanto ao seu grau de \ndor sendo que 0 significa ausência total de dor  e 10 o nível de dor máxima suportável pelo \npaciente. \nDicas sobre como interrogar o paciente: \n Você tem dor? \n Como você classifica sua dor? (deixe ele falar livremente, faça observações na pasta \nsobre o que ele falar) \nQuestione-o: \na) Se não tiver dor, a classificação é zero. \nb) Se a dor for moderada, seu nível de referência é cinco. \nc) Se for intensa, seu nível de referência é dez. \n \nOBS.: Procure estabelecer variações de melhora e piora na escala acima tomando cuidado para \nnão sugestionar o paciente.  \n\n168 \n \nANEXO F –  Questionário de dados clínicos do Setor de Endometriose do \nHospital das Clínicas  \n \nDados Clínicos da Paciente \n \nEsta ficha se trata de algumas questões sobre aspectos de sua vida, \nprincipalmente relacionadas à sua saúde. Pedimos, por favor, que tente \nresponder da melhor maneira possível, pois essas informações nos ajudarão a \nsolucionar muitas dúvidas sobre o diagnóstico e o tratamento de doenças, \ncomo por exemplo, a Endometriose  \nData ____/ ____ /____          Médico:                               _           Registro:  \n \nEm qual dia de seu ciclo menstrual você estará no dia da cirurgia? \nOU quando foi a sua ultima menstruação antes da cirurgia? \n_____________________ \n (   ) Não sei.                                                                      \n (   ) Nenhum – Motivo:_________________ \n \nDados Pessoais: \nNome:                                                                                                                          _ \nData de Nascimento: ____/ ____ /____  ( ___ anos) \nAltura:________ Peso: ________     \nRaça: (  ) Branca (  ) Negra (  ) Amarela (   ) Parda \nEstado Civil: (   ) Solteira    (   ) Estável – casada ou amasiada    (   ) Viúva    (   \n) Separada \nGrau de Instrução: (   ) Nenhum    (   ) Primeiro Grau    (   ) Segundo Grau    \n(   ) Superior \nEndereço (Rua, Número, Cidade, CEP): \n______________________________________. \n____________________________________\n________. \nTelefone para contato: (      )     _      -            . ou  (      )      _    -            . \nE-mail:                                                                                                 __           . \n\n169 \n \nAntecedentes: \n1) Você tem, ou teve alguma doença na sua vida? (Independente da \ndoença atual) \n       (   ) Não         (   ) Sim         Se sim, qual \n(quais)?________________________________  \n2) Você realiza atividade física regular(*)?             \n       (   ) Não         (   ) Sim                         \n3) Você fuma? \n       (   ) Não         (   ) Não mais.      (   ) Sim, _____ cigarros por dia  \n4) Você já passou por alguma cirurgia por Endometriose? \n       (   ) Não         (   ) Sim        Se sim, quantas? ________ \n5) Você já passou por alguma outra cirurgia no abdômen? \n       (   ) Não        (   ) Sim     Se sim, quantas? _____ // E quais? __________  \n   \n______________________________________________________\n_ \n6) Você toma, ou tomou, nos últimos 3 meses, algum dos \nmedicamentos abaixo?  \n       (   ) Não          (   )Anticoncepcional Oral        (   )Zoladex        (   )Lupron           \n(   )Mirena \n       (   )Evra          (   )Depoprovera                         (   )Farlutal        (   )Dimetrose     \n(   ) Nuvaring                                                \n       (   )Provera     (   )Primolut-nor                        (   )Cerazette      (   )Outros: \n_______________ \n \n(*) Exercícios com duração de 30 minutos, com freqüência \nde no mínimo 3 vezes por semana. \n\n170 \n \n \n7) Você sabe de algum caso de Endometriose na sua família? \n       (   ) Não        (   ) Sim     Se sim, quem? (grau de parentesco) \n____________________ \n8) Seu ciclo menstrual é regular? \n       (   ) Não         (   ) Sim         ____ dias de menstruação // ____ dias de \nintervalo. \n9) Você considera seu fluxo: (   ) Diminuído;   (   ) Normal    ou   (   ) \nAumentado? \n10) Com quantos anos você menstruou pela primeira vez?   ____ \nanos. \n11) Você utiliza, ou utilizou na vida, algum Método \nAnticoncepcional Prévio? \n   (   ) Não   (   ) Comportamental     (   ) Perlutan/Mesygina       (   ) Diu \n(simples)  (   ) Evra \n    (   ) Camisinha      (   ) Depo-provera    (   ) Mirena    (   ) Pílula  (   ) Nuvaring \n12) Você já engravidou alguma vez?                                      \n (   ) Não   (   ) Sim  Se sim, quantas delas foram:  \nPartos Normais ___ Partos Cesárea____ \n Abortos____ Gravidez Ectópica_____ \n\n171 \n \n    A) Você sente cólicas menstruais? \n   (   ) Não      \n   (   ) Sim, e não necessita de medicação. [Escala de dor n°___ ] \n   (   ) Sim, e necessita de medicação para alivia-las. [Escala de dor n°___ ] \n   (   ) Sim, e  necessita de medicação para alivia-las, no entanto não melhoram.  [Escala de dor \nn°__ ]  \n   (   ) Sim, e necessita de medicação,  no entanto elas não melhoram e já precisou ir ao Pronto \nSocorro, ou faltar ao trabalho em decorrência das mesmas. [Escala de dor n°___ ]  \n   B) Você sente cólicas que não apresentam relação nenhuma com \no seu ciclo menstrual, e que não melhoram mesmo tomando \nanalgésicos?  \n   (   ) Não      \n   (   ) Sim, e não necessita de medicação. [Escala de dor n°___] \n   (   ) Sim, e necessita de medicação para alivia-las. [Escala de dor n°___] \n   (   ) Sim, e  necessita de medicação para alivia-las, no entanto não melhoram.  [Escala de \ndor n°__]  \n   (   ) Sim, e necessita de medicação,  no entanto elas não melhoram e já precisou ir ao \nPronto Socorro, ou faltar ao trabalho em decorrência das mesmas. [ Escala de dor n°___]  \n \nQuadro Clínico: \n1) Se você possui sintomas, cite o que você consideraria o principal \ndeles, e por quanto tempo este a perturba: \n______________________ // ____ anos. \n2) Baseado na seguinte escala visual analógica de dor:  \n \n \n \n \nResponda sobre os seguintes sintomas. \n0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10\nSem dor Pior dor \nexistente \n \n\n172 \n \nC) Você sente dor na relação sexual? \n      (   ) Não        \n      (   ) Na penetração. \n      (   ) De profundidade (Dor no fundo da vagina).  [Escala de dor n°___ ] \n  D) Você sente alterações intestinais relacionadas com a \nmenstruação? \n(   ) Não                         (   ) Dor,  [Escala de dor n°___ ]        (   ) Sangramento \n(   )Intestino Solto      (   )Intestino Preso                                   \n(   ) Outros: ______________ \n  E) Você sente alterações urinárias relacionadas com a \nmenstruação? \n           (   ) Não                           (   ) Dor,  [Escala de dor n°___ ] \n           (   ) Sangramento          (   ) Aumento da freqüência         \n           (   ) Outros, _______________ \n3) Em relação a sua fertilidade, você: \n          (   )  Nunca conseguiu engravidar. \n          (   )  Possui filhos,  mas atualmente não consegue engravidar. \n          (   )  Não tenta engravidar  (não tem vida sexual ativa, usa método \nanticoncepcional,  etc.) \n          (   )  Já possui filhos, e não deseja mais engravidar.  \n4) Se não consegue engravidar, isso se deve à:  \n           (   ) Motivo desconhecido      (   ) Fator Masculino         (   ) Tubário   \n           (   ) Insuficiência Ovariana    (   ) Outros Ovulatórios    (   ) Outros: \n_____  \n5) Você já fez algum tratamento para engravidar? \n          (   ) Não                                                 (   ) Indução Ovulatória \n          (   ) Inseminação Intra-uterina        (   ) Fertilização In Vitro","source_license":"CC0","license_restricted":false}